Protocolo 6 - Invertebrados Acuáticos

Coordinador:

Cleverson Ranieri dos Santos (MPEG) • E-mail: crsantos@museu-goeldi.br

Investigadores responsables:

Este del Pará - Dr. Cleverson Ranieri dos Santos (MPEG), Dr. Leandro Juen

Oeste del Pará - Dr. José Reinaldo Pacheco Peleja - UFOPA

Amapá - MSc. Inácia Maria Vieira - IEPA

Grupos de interés y diversidad de especies estimada por emplazamiento:Se estudiarán los inmaduros de Plecoptera, Trichoptera, Ephemeropteray Heteroptera (Nepomorpha y Gerromorpha), los cuales se identificaránhasta el género o morfotipo.En otras áreas amazónicas, como por ejemplo, en la Reserva Forestal Adolpho Ducke (RFAD), se estima un número aproximado de 100 especies, distribuidas en diversos géneros entre los grupos taxonómicos mencionados.Se pueden estudiar otros taxones en algunos ambientes, como Odonata, Coleoptera, Heteroptera y Oligochaeta, para entender mejorla sustitución de la fauna entre locales muestreados.Se estudiarán igualmente los crustáceosde agua dulce, principalmente los decápodos, grupo todavía no evaluado en los lotes de muestreo.El conocimiento de la carcinofauna de laAmazonía Orientalestodavía incipiente: existen datos sobre apenas 29 registros,entre camaronesycangrejos (siendo una de las especies introducida),de lasaguas dulces paraenses y, de estos registros,existen apenas 12 ocurrencias para el estado de Amapá.

Papel biológico del grupo:Plecoptera, Trichoptera y Ephemeroptera son componentes importantes y abundantes de la biota acuática y desempeñan un importante papel en la cadena trófica de ese ambiente.Además de eso, especies de esas tres órdenes se encuentran entre los principales grupos de macro invertebrados utilizados en estudios de monitoreo ambiental, puesto que presentan una gran sensibilidad a alteraciones del hábitat.Los Heteroptera acuáticos y semi-acuáticos son importantes en los ecosistemas por servir de alimento para otros insectos, peces, anfibios, réptiles, aves y mamíferos.También pueden desempeñar el papel de controladores biológicos de larvas y de pupas de mosquitos vectores de enfermedades, ya que casi todas las especies acuáticas se alimentan de otros insectos.

Los invertebrados desempeñan papeles fundamentales, en las cadenas tróficas de los ecosistemas de agua dulce, siendo generalmente determinantes en la velocidad de la descomposición de los restos vegetales y una importante fuente de alimento para los vertebrados.Se los emplea extensamentetambién como bioindicadores, siendo conocidos patrones de respuesta de diferentes taxones a alteraciones del ambiente, como la eliminación de la cobertura forestal y loscambios de parámetros físico-químicos delagua.Algunas especies presentan importancia sanitaria, como vectores de enfermedades, mientras que otras pueden ser relevantes en el control de estos vectores.

Los crustáceos son igualmente muy importantes dentro del ecosistema, principalmente en relación a la cadena alimentar durante sus diferentes fases de vida.Cuando son larvas omuy pequeños todavía (algunos tienen undesarrollo directo), predana otros pequeños organismos o a productores primarios y sirven de alimento para organismos mayores, desempeñando la función de eslabónen la transferencia de energía a diferentes niveles tróficos.En su fase adulta pueden capturar invertebrados e incluso vertebrados, sirviendo también de alimento para diversos grupos de organismos, incluso al hombre, siendo que algunas especies tienen valor económico.Habitan los más diversos ecosistemas y, además de las aguas oceánicas, estuarios y manglares, ocupan ríos, igarapés, lagos o incluso ambientes terrestres.

Técnicas para recolección de insectos acuáticos

Técnica de recolección 1. Recolección de hojarasca.

Se recolectan porciones de la hojarasca del fondo deligarapéhasta llenarun rapiché (figura 1), concedazo de 1mm.Los puntos de recolección de hojarasca muestreados durante el relleno del rapiché deben ser distribuidos ampliamente a lo largo de la transección del igarapé, excluyendo áreas con mayor profundidad donde el alcance del rapiché puede quedar limitado.Se debe muestrear la capa superficial, aquí definida como de, aproximadamente, 10 cm.Se debe contar el número de muestras con rapiché a lo largo de la sección transversal de 50 m, siendo que las muestras a cada 10 mse deben distribuir de forma que se tengael mismo número (se sugiere3 rapichés llenos cada 10 m).Cuando haya poca hojarasca, con la imposibilidad de llenar el rapiché, se debe ampliar el área de muestreo hacia los dos lados, hasta que se obtenga material suficiente (figura 3). En el caso de que no sea posible rellenarel rapiché dentro del área de muestreo, se debe anotar la proporción demuestra pretendida que seobtuvo (porcentaje del rapiché rellenado), para permitir comparaciones futuras.Se debe conservar en alcohol al 80% a los invertebrados recolectados.

Observación: Se deben mantener separadas las porciones de hojarasca obtenidas en diferentes ambientes para poder estudiar las diferencias asociadas a los tipos de ambiente (diferentes velocidades del agua, profundidades, sombreamiento, profundidad de la hojarasca, presencia de rocas, tipos de sustrato, etc.).Para eso, se recolecta material de los diferentes ambientes a ser estudiados de forma que el total se corresponda a un rapiché para cada ambiente.

Unidad de muestreo.Esfuerzo de recolecta (número de rapichés llenos) por parcela acuática.

Figura 1. Esquema del rapiché.La tela del fondo debe tener un cedazo de 1 mm.

Técnica de recolección 2. Sedimento de fondo y de superficie cercano a las márgenes.

Para ambientes que no se puedan muestrear satisfactoriamente conforme la técnica 1 (muestreo de hojarasca por una sección transversal del igarapé), se tomarán muestras del sedimento y/o superficie cercana a las márgenes.Este método consiste en unarrastre, conforme descrito en la técnica de crustáceos, utilizando red de cedazode 1mm o un tamiz.La distancia del margen del igarapé debe ser la mínima posible que permita hacer el arrastre.Se debe fijar en alcohol al 80% el material recolectado, para su posterior selección en laboratorio.En cada punto de recolección es necesario muestrear apenas una margen del igarapé, o cuando se identifiquen posibles sustratos (como follajes) que contengana los organismos objeto.

Los demás insectos (de fondo o de superficie) podrán ser muestreados dentro de cada parcela de forma no cuantitativa.El procedimiento consistirá en la simple captura de todas las especies avistadas con el objetivo de registrar su presencia dentro de cada parcela.Los datos de estos organismos se tratarán como presencia y ausencia por parcela.

Unidad de muestreo.El esfuerzo de los arrastres por sección transversal de 50 m.

Técnica de recolección 3. Recolección de insectos adultos

Se utilizará una trampa Malaise pequeña (modelo Townes, 1972), instalada en un punto conveniente a lo largo de lasección transversal escogida (figura 2). Cada 5 días se debe retirar la muestra de cada trampa.Se almacenarán en alcohol al 80% los especímenes recolectados hasta que se haga su selección en laboratorio.

 

Figura 2. Trampa Malaise armada junto al margen del igarapé.

Unidad de muestreo:Esfuerzo de captura por trampa cada 3 días.

Áreas inundadas.

En lugares deáreas inundadas, donde no haya un canal de igarapé definido, los muestreos se realizarán en cuerpos de agua localizados próximos o a lo largo de las sendas.En este caso se utiliza también la sección transversal de 50 m, los muestreos deben realizarse de la misma forma que en la técnica 1, con la diferencia de que el ancho del área a ser muestreada debe permanecer restringido a 2,5m, medidos a partir de la línea de la sección transversal.Ese ancho fue estipulado considerándose el promedio de ancho de los igarapés de 2ª orden.Se debe efectuar el mismo procedimiento en el caso de los crustáceos.

Unidad de muestreo.Una parcela acuática.

Técnicas para recolección de crustáceos

Técnicas de recolección 4. Arrastre de fondo con red de operación manual (aguas rasas)

Se utilizará una red con cedazo de 2 mm entre los nudos, largo de 5m o 3m (conforme el ancho del igarapé), altura 1,50m, para los lugares de poca profundidad (máximo 1,50 m).Se opera la red entre dos personas, una a cada lado, en contacto con el fondo a lo largo de una distancia de hasta 10 m.Enseguida después, se procedea su cierre (uniendo las puntas con las redes de arrastre) y a la retirada de la red fuera delagua.Los crustáceos recolectados se almacenarán directamente en alcohol al 80% y, si es posible, se hace una selección previa de los grupos taxonómicos recolectados.Se deben realizar 3 muestras en el trecho escogido de 50 m dentro de cada parcela, utilizando las subdivisiones de 10 m 1, 3 y 5 (figura 4).En el caso de que no se pueda usar la red aquí descrita (profundidad menor de 1m en  fondos con troncos o piedras), se utilizaráuna red menor de arrastre (cedazo de 1mm) con arrastres cortos de 1 a 2 m, en que el número de arrastres debe ser de 3 a 5 cada trecho de 10 m, preferencialmente en lugares confollajes o sedimentos lodosos.

Unidad de muestreo: resultado del esfuerzo de los arrastres por parcela acuática.

Técnicas de muestreo 5. Trampas de espera (red de mano cónica, nasa)

Esta técnica se complementa con las muestras del fondo.Se utilizarán trampas de espera como redes de mano cónicas o nasas, con cebo muerto (peces, por ejemplo).Se instalaran estas trampas en las subdivisiones del trecho de 50 m 2 y 4 y después de la aplicación de la técnica de arrastre de fondo (figura 4).Cada trampa podrá ser utilizada más de una vez a lo largo del día, siendo que se deben marcar el horario y el tiempo de inmersión en cada uso, al menos 4 horas o, si es posible, dejarla durante una noche.

Unidad de muestreo:resultado obtenido durante el tiempo en que cada trampa estuvo sumergida.

Técnicas de recolección 6. Muestreo de superficie

Se ajustará una red de tipo plancton (acoplada con fluxímetro, cedazo de 200 micras, con 60 cm de diámetro de abertura y 1,35 m de largo) para el muestreo de superficie y media agua, con el objetivo de recolectar pequeños camarones.Se deberá lanzar y recoger por cuerda la red a lo largo de 10 m, dos veces en cada parcela, en las mismas áreas de muestreo de arrastre de fondo (figura 4), después de un intervalo de al menos 30 minutos.

Unidad de muestreo: esfuerzo da captura de cada muestreo de 10 m.

Técnicas de recolección 7. Recolección manual en área terrestre

Paralelo al curso de agua de la parcela, a lo largo de los 50 m, y en un máximo de hasta 12 m de distancia de la margen del igarapé.Un recolector deberá recorrer a lo largo de una de las márgenes los 50 m correspondientes, recolectando manualmente o con el uso de una red cónica a los crustáceos en tierra.Si es posible y, en el caso de que haya más de un recolector, se establece más de un recorrido (un máximo de tres recorridos), separados por la distancia de 3 m cada, siendo el primero a partir de la margen (figura 4).Debe estandarizarse el tiempo de actuación de cada recolector a lo largodel recorrido, y se sugiere que sea de 10 minutos en 50 m.

Unidad de muestreo: resultado del esfuerzo de cada recolector por distancia/tiempo recorrido.

Diseño de muestreo: Se demarcará un trecho de 50 m en cada igarapé seleccionado para el estudio, tanto para insectos acuáticos como para crustáceos, donde se haránlos muestreos de los macro invertebrados acuáticos ylas medidas de los parámetros ambientales (físicos y químicos).La parcela debe empezar 10 m a montante del punto en que la senda cruza el igarapé, en el sentido de la naciente, para minimizar el efecto de la senda sobre los resultados.A partir de este punto se extenderá una línea de 50 m, con marcas a cada 10m, determinando así los puntos de muestreo de acuerdo con la descripción de las técnicas para cada grupo estudiado (figuras 2 y 3).Para loscrustáceos se subdivide cada trecho en 5 trechos de 10 m (numerados del 1, primero, al 5, último).En el caso de que el lote incluya ecosistemas acuáticos que no puedan ser tratados de esta forma, como charcos, lagos o igapós, se buscará la definición de una parcela conel metraje lo más cercano posible de los 50m.Debenestablecerse en cada emplazamiento entre 4 y 10 parcelas, siendo este número determinado tanto por la necesidad, debida a la diversidad de ambientes encontrados (unemplazamiento con diversos tipos de ambientes debe tener un mayor número de parcelas), comoa la posibilidad de establecer parcelas estadísticamente independientes (en épocas de seca por ejemplo, el número de posibles parcelas se reduce).De esta forma, el número de parcelas acuáticas es de un máximo de 10 parcelas, siendo distribuidas de forma lo más equidistantes posible entre ellas, cubriendo todo el lote (Figura 5).Se sugiere que se estudie la hidrografía del área para definir las parcelasanticipadamente.

 Los cursos de agua escogidos para el muestreo serán aquellos donde se puedan aplicar las técnicas previstas, pues cursos de agua más profundos (de más de 1,60 m), son de difícil muestreo con la metodología propuesta.Se dará independencia a las muestras al seleccionar igarapés pertenecientes a diferentes cuencas, o que tengan la menor conectividad posible entre ellos.Se registrarán las coordenadas geográficas de los trechos muestreados conel uso de aparatos de GPS.

Figura 3. Distribución de las muestras para insectos acuáticos dentro de cada parcela acuática.

Las parcelas tienen 50m de longitud.Siguiendo una de las márgenes, se establecerán 6 referenciales, distando 10 m entre ellos.A partir de estos puntos, cruzando el curso de agua, se debe recolectarel substrato hasta llenarun rapiché.Las “x” en la figura indican puntos en que se pueden recoger porciones de hojarasca, siendo que se sugieren 3 puntos a cada 10 m.En los referenciales 20 y 30m se ilustra el caso en que parte del curso de agua es más profundo que el alcance del rapiché, lo cual se representa en la figura por un trecho sin recolección de substrato.

 

Figura 4. Modelo de uso de las técnicas de recolección de crustáceos en una parcela.

Curso de agua muestreada del igarapé con largo de 50 m, separado en 5 subdivisiones (1 a 5) de 10 m cada.Tres técnicas son de recolección en agua, dos (las de arrastre de fondo y la muestreo de superficie) utilizan las subdivisiones 1, 3 y 5, siendo que la segunda técnica aplicada debe tener un intervalo de al menos 3 horas después de la primera aplicación.En las subdivisiones 2 y 4 se instalarán trampas de espera, a una distancia mínima de 3 m una de la otra.La técnica de recolección de muestra terrestre sigue la línea de una de las márgenes, pudiendo abarcar hasta 12 m de distancia, con intervalos de cerca de 3 m para cada recorrido realizado por un recolector.

Figura 5. Distribución hipotética de ubicación de parcelas escogidas para muestreo con número de 4 (A) y de 10 (B) dentro del lote.Esta distribución varía de acuerdo con la hidrografía del área.

Datos ambientales adicionales importantes para el grupo:Se recolectarán datos ambientales de cada parcela para una caracterización mínima de las áreas de muestreo.Se calculará el ancho medio del canal (m) a partir del promedio de 3 medidas equidistantes a lo largo del trecho determinado.Se calcularán la profundidad media del canal (m) y la profundidad máxima media (m), a partir de 4 sondeos equidistantes en 3 secciones transversales, también equidistantes, a lo largo del trecho.Se determinará la velocidad de la corriente (m/s) a partir del promedio entre 3 puntos dispuestos en la línea longitudinal en el centro del canal, medido en el medio de la columna de agua, utilizando un fluxímetro, o midiéndose el tiempo de desplazamiento de un objeto fluctuante a lo largo de una distancia conocida.

Se obtendrá el flujo promedio (m³/s) relacionándose la velocidad media, ancho y profundidad, conforme a la fórmula:Q = A. Vm donde, Q = flujo;Vm = velocidad media de la corriente;A = área transeccional media en la sección transversal del curso de agua.El área transeccional se calculará a partir del promedio del área de 3 secciones transversales en cada trecho estudiado, conforme a la fórmula:At = SniAn donde, At = área de la sección transversal dada por la suma de [(Z1+Z2)/2].l + [(Z2+Z3)/2].l  + ... [(Zn+Zn+1)/2].l  donde, Zn =  profundidad medida en cada segmento; l = ancho de cada segmento.

El tipo de substrato se clasificará inicialmente en siete categorías:arena, argila, tronco (maderas con diámetro de más de 10cm), manto vegetal (compuesto de hojasy de pequeñas ramas), manto fino (material en partículas finas), manto de raíces (enmarañado de raíces, en su mayoría finas, provenientes de la vegetación marginal) y macrófitos (vegetación acuática).Se obtendrán también las siguientes variables:Se determinarán con instrumentos portátiles específicos el potencial de hidrógeno (pH), conductividad (μS/cm), oxígeno disuelto (mg/L) y temperatura de fondo y de superficie (ºC).Se podrán incluir otras características ambientales como, por ejemplo, la fuerza y la dirección del viento, las condiciones del tiempo y la turbidez del agua.

Forma de conservación del material recolectado:El material recolectado se conservará en medio líquido, en etanol al 90% o al 80% para fijar el material en el campo y, en el laboratorio, se conservarán los insectos en etanol al 80%, después de seleccionados e identificados.Se seleccionarán los crustáceos, se identificarán y se almacenarán en alcohol al 80% después de que fijarlos en alcohol al 90%.Los ejemplares recolectados se depositarán en las colecciones del INPA, MPEG y de otras colecciones depositarias fieles de la Amazonía.

Restricciones a actividades que perjudiquen el desarrollo del protocolo:Los otros equipos que desempeñen actividades en las áreas deben evitar entrar en los igarapés en los trechos y a montante de los trechos del muestreo.

Referências:

HORNE, A.J., GOLDMAN, C.R. Limnology. 2. ed. New York: McGraw-Hill, 1994. 576p.

MELO, G. A. S. (Ed.). Manual de Identificação dos Crustacea Decapoda de água doce do Brasil. São Paulo: Loyola, 430 p.

MORIN, A.; STEPHENSON, J.; STRIKE, J.; SOLIMINI, A.G. Sieve retention probabilities of stream benthic invertebrates. J. N. Am. Benthol. Soc., v. 23, n. 2, p.383-391, 2004. 

TOWNES, H. A light-weight Malaise trap. Entomology News, v. 83, p. 239-247, 1972.