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Coordinadora:
Dra. Márcia Motta Maués • Embrapa Amazônia Oriental (e-mail: marcia.maues@embrapa.br)
Investigadores responsables:
Amapá - Dr. Alexandre Luis Jordão (IEPA)
Dr. Carlos Alberto Hector Flechtmann (UNESP/SP) - Colaborador
Este del Pará – Dr. Hermes Fonseca de Medeiros (UFPA-Altamira)
Maranhão - Dr. Francisco Limeira de Oliveira (UEMA-Caxias)
Mato Grosso - Dr. Evandson José dos Anjos Silva – (UNEMAT-Cárceres)
Oeste del Pará - MSc. Yukari Okada (UFOPA)
Grupos de interés y diversidad de especies estimada por emplazamiento:
Apidae - 120 especies.
Drosophilidae - 40 especies;
Mesembrinellidae - 10 especies;
Nymphalidae - 40 especies;
Tephritidae - 15 especies;
Scolytinae y Platypodinae (Curculionidae) - 100 especies.
Papel biológico del grupo:
Las abejas son insectos que pertenecen al orden Hymenoptera y a la familia Apidae, habiendo estimativas de que existan el todo el mundo cerca de 30 000 especies. Además de constituirse en uno de los grupos más ricos en especies en la Región Neotropical, contribuyen, gracias a la polinización cruzada, en la diversidad de los organismos con los cuales se relacionan. Entre sus funciones se destacan la de ser polinizadores de un gran número de especies vegetales, tanto nativas como cultivadas (OLIVEIRA; MORATO, 2000; GREENLEAF; KREMEN, 2006), dispersores de frutos y, probablemente, dispersores de esporas de hongos (ELTZ et al., 2002). Además de eso, muchos productos de esas especies, sobre todo la miel y la cera, se usan para la alimentación, en la farmacopea y como complemento de la renta familiar.
Las moscas se incluyen en el orden Diptera que se compone de 45 familias, siendo que de estas Y familias son vulgarmente conocidas como moscas. Las moscas que utilizan la materia orgánica vegetal en descomposición para alimentarse y reproducirse, desempeñan un importante papel como organismos saprófagos, actuando en los procesos de descomposición y dereciclaje de nutrientes. Algunas moscas también pueden utilizar frutos maduros, actuando como herbívoros, y llegan a tener un gran impacto económico negativo, constituyéndose en plagas en ambientes agrícolas (TIDON, et al., 2003). Por otro lado, varias especies pueden desempeñar el papel de polinizadores, que es cuando usan las flores como substrato de alimentación y ovoposición (SILVA; MARTINS, 2003).Se pueden encontrar varios grados de asociaciones de moscas con el hombre, desde una asociación total, hasta especies que ocurren apenas en ambientes prístinos. Esa sensibilidad con relación a los ambientes, aliada a la rapidez de respuesta en términos poblacionales, les otorga a las moscas la capacidad de funcionar como indicadores de interferencias humanas en los ambientes naturales (MARTINS, 2001).
Las mariposas están representadas por cinco familias: Hesperiidae, Papilionidae, Pieridae, Lycaenidae, y Nymphalidae.Las formas adultas presentan hábitos diurnos y se alimentan de materia endescomposición, de exudado vegetal y de néctar. Las mariposas que se alimentan de frutas en fermentación representan más o menos un tercio de las especies de mariposas de un bosque Neotropical. Estas mariposas pertenecen a la familia Nymphalidae y son el único grupo de mariposas que se captura en trampas. Se conoce bien al grupo taxonómicamente y se puede utilizar en levantamientos, evaluaciones ecológicas rápidas y en el monitoreo. Debido a su íntima relación con la vegetación durante sus fases larval y adulta, las mariposas son candidatos ideales a ser bio-indicadores de cambios ambientales (Freitas, 2008). El inventario de fauna de mariposas frugívoras forma una parte esencial del entendimiento de la comunidad, así como del desarrollo de mecanismos para su conservación (FERRO; DINIZ, 2007).
Los escarabajos (Coleoptera) representan a un tercio de la diversidad animal ya descrita, esto supone ¡cerca de 350 000 especies! En el Brasil se registran cerca de 30000 especies de escarabajos distribuidas en 109 familias (Costa, 1999). Los Scolytidae se conocen como “escarabajos de caparazón y ambrosía”, yprovocan daños a especies forestales, ya sea vivas o muertas. Los “ambrosía” son predominantes en regiones tropicales, y se alimentan de hongos que introducen y cultivan en el tejido leñoso del huésped, preferencialmente en la albura de las maderas húmedas, que es más rica en nutrientes.
A) TÉCNICA 1 - TRAMPAS PARA MOSCAS (DIPTERA) CON CEBOS DE PLÁTANO
La Figura 1 muestra los cebos de plátano que se usan en las trampas. El cebo se prepara con plátanos maduros, aplastados hasta que se obtiene una masa homogénea el día anterior a la recolección. Cada trampa recibe alrededor de 100 ml de cebo, se cuelga a aproximadamente 30 cm del suelo, y permanece en el campo durante 48 horas. Después de este periodo se recogen los animales retenidos en las trampas con un aspirador manual.
Se aconseja usar este método principalmente para Drosophilidae, aunque permite la captura de los dos grupos objeto: Drosophilidae y Mesembrinellidae.
Figura 1. Trampa para cebo de plátano.
B) TÉCNICA 2 - TRAMPAS PARA MOSCAS (DIPTERA) CON CEBOS DE MELADO
La Figura 2 muestra los cebos de melado que se usan en las trampas. El cebo consiste en una solución acuosa que contiene un 10% de melado y un 1% de bórax. El cebo se debe preparar el mismo día en que se ponen las trampas en el campo. Cada trampa recibe alrededor de 150 ml de cebo, se cuelga a aproximadamente 150 cm del suelo, y permanece en el campo durante 48 horas. Después de este periodo se derrama el cebo en un tamiz para que se recolecten los animales que cayeron en el líquido.
Este método se dirige principalmente para Tephritidae, aunque abarca los mismos grupos mencionados en la técnica 1.
Figura 2. Trampa para cebo de melado de caña. Consiste sencillamente en una botella de plástico de 2 litros, dentro de la cual se hacen cuatro agujeros de 2 cm de diámetro. La solución con melado de caña se deposita en el fondo de la botella.
C) TÉCNICA 3 - TRAMPAS PARA MOSCAS (DIPTERA) CON CEBO DE PROTEINA HIDROLIZADA
Se usarán trampas hechas artesanalmente a partir de botellas pet de 1,5 l, con cuatro orificios de 2 cm diametralmente opuestos, conteniendo 300 ml de proteína hidrolizada y estabilizada al 5% con bórax en cada trampa, que se distribuirán en 30 parcelas con un espacio regular entre ellas de 40 m, recibiendo cada parcela tres trampas y colgándolas a 1,80 cm del suelo, con lo cual se generan un total de 90 muestras. Las muestras se ponen en frascos con alcohol al 70%, y se etiquetan con el número de la trampa, el lugar y la fecha de la inspección.
Figura 3- Trampa para cebo de pulmón. La trampa se compone de una lata de 500 gr recubierta por una bolsa de plástico trasparente.Las latas presentan perforaciones laterales por donde las moscas entran y tienen un embudo invertido de papel encima, en la entrada de la lata hacia la bolsa de plástico, que recubre la parte superior.
D) TÉCNICA 4 - TRAMPAS CON CEBOS PARA ABEJAS DE LAS ORQUÍDEAS (EUGLOSSINI)
El cebo consiste en esencias que embeben el algodón de la trampa en el momento de colocarla en campo (NEMÉSIO; SILVEIRA, 2006).El volumen de la esencia colocada en el algodón depende del tipo de esencia que se emplea, puesto que éstas difieren en su poder de atracción (CARVALHO et al., 2006; ZIMMERMANN et al., 2006). El ceboque se debe usar es elsalicilato de metilo. Otros productos que se pueden usar son: el eucaliptol, el cineol, la vanilina y el cinamato de metilo.
Para que se pueda aplicar un diseño de muestreo ampliose necesita que el cebo mantenga una capacidad de atracción constante durante un período superior a las 24 horas. Eso hace que el efecto espacial no se confunda conel efecto de la variación circadiana en las actividad de los animales. Se obtuvo eso en una toma de datos para evaluación del protocolo con el uso de 2 ml de salicilato de metilo. Se pueden usar otros cebos sin seguir el diseño de muestreo descrito aquí abajo, como una complementación del muestreo, con el objetivo básico de ampliar la lista de especies obtenidas.
Cada trampa se cuelga a aproximadamente 150 cm del suelo y permanece en el campo durante 24 horas. Después de ese período se cierra la trampa y se sacan a las abejas en ella capturadas. Para retirar a las abejas se puede sencillamente cerrar las entradas de las trampas y esperar a que los animales capturados se mueran, intoxicados por el propio cebo, o bien inserir en la trampa alguna substancia para sacrificarlos. En el segundo caso es necesario certificarse de que la substancia que se emplea no deje residuos, antes de utilizar las mismas trampas nuevamente.
Unidad de muestreo: El resultado de una trampa a lo largo de un período de recolección, de 24 h.
Diseño de muestreo: La totalidad de las 30 parcelas recibirán el mismo número de trampas. Para las técnicas 1, 2 y 3 se distribuirán 4 trampas de cada tipo por parcela (Figura 5). La técnica 1 se emplea juntamente con la técnica de recolección 2, manteniendo una distribución regular e intercalando los dos métodos. Las otras dos técnicas se ponen juntas, siendo que las trampas de Euglossini se distribuyen a 200 m una de la otra.
Datos ambientales adicionales importantes para el grupo: Son importantes para los grupos objeto de este protocolo los datos micro climáticos de temperatura, luz, precipitaciones y de humedad. Para obtener estos datos se pueden utilizar las micro estaciones meteorológicas. Tres micro estaciones, distribuidas aleatoriamente dentro de la parcela, monitorizarán durante 48 h cada parcela, coincidiendo con el tiempo de exposición de las trampas.
Forma de conservación del material de recolección: El material proveniente de las trampas de plátano y de melado de caña se conservará en alcohol a 70% y, posteriormente, en número de hasta 10 parejas de cada especie determinada. En el caso de los drosofilídeos, algunos ejemplares se mantendrán vivos en estoques de isohembras para facilitar su identificación taxonómica y estarán igualmente a disposición para otros estudios (DAVID, et. al., 2005). Las abejas de las orquídeas que no estén muertas en el momento de recoger las trampas, se sacrificarán y se guardarán posteriormente en bolsas (tipo palomita), con las anotaciones necesarias, y se conservarán en marmitas de aluminio con algunas gotas de acetato de etilo para evitar el ataque de hongos o que sepudran.Se montarán en alfiler entomológico en el laboratorio, se etiquetarán y se identificarán. Todos los ejemplares únicos y especímenes no identificados permanecerán en las respectivas instituciones de los especialistas; los demás compondrán las colecciones de referencia en todas las instituciones participantes del PPBio interesadas, con tal de que en ellas existan las condiciones mínimas de conservación del material. Tanto el material en alcohol como el montado se depositarán en las colecciones científicas de las instituciones participantes.
E) TÉCNICA 5 - TRAMPA CON CEBO DE FRUTAS PARA MARIPOSAS
Cada trampa consiste en un cilindro de una tela de tejidode punto cerrado (nailon) en la parte superior, con un armazón de metal en la parte superior y en el fondo (Figura x). El tejido presenta una apertura vertical de 50 cm que corre a lo largo de su longitud, vedada con velcro, por la cual se pueden retirar las mariposas de la trampa. Del el anillo de la parte inferior del cilindro suspende un pedazo cuadrado de madera colgado a cerca de 5 cm debajo de la apertura del cilindro. Sobre el cuadrado de contrachapado se coloca un pequeño recipiente de plástico con pasta de plátano amasada y fermentada durante más de 48 h, en la base del contrachapado, como cebo para atraer a las mariposas. En DeVries (1988) encontramos una descripción detallada de la trampa.
El cebo de plátano se prepara con plátanos maduros, amasados hasta que se obtiene una masa homogénea, tres días antes, por lo menos, de la recolección.La fermentación se da por proceso natural, o sea, sin que se le añadan a los plátanos fermento biológico.Cada trampa recibe en torno de 100 ml de cebo.
En el sotobosque las trampas se cuelgan de 1,0 a1,5 m por encima del suelo, y se usa una cuerda para sostenerla en ramas bajas. No se corta ni se modifica la vegetación durante la instalación de las trampas. La recolección en cada parcela se hará en 5 días consecutivos. Se visitarán las trampas cada día y se renovará el cebo al tercer día. Cada 24 h se sacarán con pinzas a las mariposas.
Unidad de muestreo: Resultado de una trampa a lo largo de un periodo de recolección de 24 h.
Diseño de muestreo: En cada parcela se instalarán 6 trampas, distribuidas a lo largo de la senda principal de cada parcela a intervalos de 50 m (0 m, 50 m, 250 m).Se instalarán las trampas a no más de5 m de la senda. La recolección en las 30 parcelas llevará 15 días, dado que el equipo puede atender apenas 10 parcelas cada 5 días. Las trampas se transportan para la recolección y se guardan entre las excursiones. Se prevén 4 recolecciones al año, 2 durante la época seca y 2 durante la época de lluvias.
Tratamiento del material: El material proveniente de las trampas de plátano se sacrificará en un frasco letal conteniendo acetato de etilo, se guardará en bolsas entomológicas, con las anotaciones necesarias, y se acondicionará en marmitas de plástico conteniendo naftalina para evitar el ataque de hongos o que se pudran. Se montará en alfiler entomológico en el laboratorio, se etiquetará y se identificará. Todas las muestras únicas y especímenes no identificados permanecerán en las respectivas instituciones de los especialistas; las demás compondrán las colecciones de referencia en todas las instituciones participantes del PPBio interesadas, con tal de que existan en ellas las condiciones mínimas de conservación del material.
Restricciones a actividades que perjudiquen el desarrollo del protocolo: Como los animales objeto de este protocolo se sienten atraídos en su mayoría por la materia en descomposición, no debe permitirse que se depositen detritos orgánicos de ningún tipo en el lote del PPBio o en sus alrededores. Se debe prestar un cuidado especial al destino de la basura en los campamentos permanentes y/o provisionales. Además de eso, los transeúntes deben evitar acercarse a las trampas.
Referências:
CARVALHO, C.C.; REGO, M.M.C.; MENDES, F.M. Dinâmica de populações de Euglossina (Hymenoptera, Apidae) em mata ciliar, Urbano Santos, Maranhão, Brasil. Iheringia, Sér. Zool., vol. 96, n. 2, p.249-256. 2006.
COSTA, C. Coleoptera linnaeus, 1758. In: JOLY, C.A.; BICUDO, C. (Orgs.) Biodiversidade do Estado de São Paulo. Síntese do conhecimento ao final do século XX. São Paulo: FAPESP, 1999. p. 115-122.
DAVID, P. G.; LEGOUT, H.; PE´TAVY, G.; CAPY, P.; MORETEAU, B. Isofemale lines in Drosophila: an empirical approach to quantitative trait analysis in natural populations. Heredity, v. 94, p. 312, 2005/2006.
ELTZ, T.; BRÜHL, C.A.; GÖRKE, C. Collection of mold (Rhizopus sp.) spores in lieu of pollen by the stingless bee Trigona collina. Insectes Soc., v. 49, p. 28-30, 2002.
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NEMÉSIO, A.; SILVEIRA, F.A. Edge Effects on the Orchid-Bee Fauna (Hymenoptera: Apidae) at a Large Remnant of Atlantic Rain Forest in Southeastern Brazil. Neotropical Entomology, v. 35, n. 3, p. 313-323, 2006.
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TIDON, R.; LEITE, D.F.; LEÃO, B.F.D. Impact of the colonisation of Zaprionus (Dipetra, Drosophilidae) in different ecosystems of Neotropical Region: 2 years after the invasion. Biological Conservation, v. 112, p.299-305, 2003.
ZIMMERMANN, Y.; ROUBIK, W.D.; ELTZ, T. Species-specific attraction to pheromonal analogues in orchid bees. Behav Ecol. Sociobiol, v. 60, p. 833-843, 2006.
