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EnglishCoordinadora:
Dra. Teresa Cristina Sauer de Ávila Pires (MPEG) • E-mail: avilapires@museu-goeldi.br
Investigadores responsables:
Este del Pará - Dra. Teresa Cristina Sauer de Ávila-Pires – MPEG
Amapá - MSc.Jucivaldo Dias Lima – IEPA
Oeste del Pará - MSc.Hipócrates de Meneses Chalkidis - UFOPA
Marañón - Dra. Larissa Barreto (UFMA) Gilda Andrade (UFMA)
Mato Grosso - Dr. Marcos André de Carvalho - UFMT
Grupos de interés y diversidad de especies estimada por lote:
Órdenes Anura (sapos, ranas y ranas arborícolas comunes), Caudata (salamandras), Gymnophiona (cecilias), entre los anfibios, y Squamata (anfisbenas, serpientes y lagartos), entre los réptiles:150 especies.
Papel biológico y diversidad local de los grupos-objeto:Los anfibios se encuentran presentes en prácticamente todos los ambientes de la Amazonía.La mayoría presenta una fase larvaria acuática y una fase adulta terrestre (arborícola, saxícola, subterránea y, en algunos casos, acuática).Ese ciclo de vida los hace muy vulnerables a cambios ambientales, haciendo de ellos un grupo bioindicador (Semlitsch, 2003; Young, et al., 2004).Son predadores de insectos y, en algunos casos, de pequeños vertebrados y sirven como presa de muchos predadores, como arañas, réptiles, aves y mamíferos.Se conocen en la Amazonía brasileña cerca de 240 especies de anfibios distribuidas en las siguientes órdenes y familias:Orden Anura (sapos, ranas y ranas arborícolas comunes), con 224 especies:familias Allophrynidae, Bufonidae, Centrolenidae, Dendrobatidae, Hylidae, Leptodactylidae, Microhylidae, Pipidae, Pseudidae, Ranidae.Orden Caudata (salamandras), con 2 especies: familia Bolitoglossidae.Orden Gymnophiona (cecilias), con 9 especies:familias Caeciliidae, Rhinatrematidae, Typhlonectidae (Ávila-Pires, et al., 2007)
Los Squamata (anfisbenas, serpientes y lagartos) se encuentran igualmente presentes en casi todos los ambientes amazónicos.Pueden ser terrestres, excavadores, acuáticos o arborícolas, o incluso llegar a ocupar más de un hábitat.Se alimentan de invertebrados, como lombrices, babosas, insectos, arañas y escolopendras, o incluso de vertebrados (peces, anfibios, réptiles, aves y mamíferos).Actualmente se conocen en la Amazonía brasileña cerca de 260 especies de Squamata distribuidas entre las siguientes familias:Typhlopidae, Anomalepididae, Leptotyphlopidae, Aniliidae, Boidae, Colubridae, Elapidae, Viperidae, Iguanidae, Gymnophthalmidae, Gekkonidae, Teiidae, Scincidae y Amphisbaenidae (Ávila-Pires, et al., 2007).
Técnica de recolección 1. Trampas de interceptación y caída ("pitfall traps with drift-fence")
Muestreo estandarizado propio para larecolección de anuros, réptiles, mamíferos y diversos invertebrados de la hojarasca.Ofrece datos cuantitativos que se pueden comparar entre diferentes áreas cuando son iguales el número y el tamaño de los cubos, la distancia entre ellos y el diseño de las trampas.En cada punto de muestreo se usarán cuatro cubos de 60 litros, dispuestos en forma de Y, con el cubo central a una distancia de 10 m de cada uno de los tres cubos periféricos.Cada cubo periférico estará conectado con el central por una lona plástica de 50 cm de altura, con la extremidad inferior enterrada en el suelo.Las tres lonas formarán un ángulo aproximado de 120° entre ellas (Jones, 1981; Gibbons & Semlitsch, 1981; Corn, 1994; Ribeiro-Junior, et al., 2008).
Durante el periodo de muestreo, los cubos sedebeninspeccionar diariamente para recolectar los animales atrapados.Entre los periodos de muestreo, los cubos se deben dejar cerrados o con ramas encimapara que los animales que caigan dentro puedan salir.La segunda opción es normalmente la más eficiente, puesto quedifícilmente se consigue cerrar bien los cubos después de haberlos enterrado.
Como la eficiencia de este método no se aplica solamente a la herpetofauna, se debe procurar trabajar conjuntamente con los equipos de diferentes protocolos para aprovechar al máximo a los animales aprisionados.
Unidad de muestreo:Una trampa de interceptación y caída en forma de Y, compuesta de 4 cubos unidos por vallas.
Técnica 2. Busca activa visual de día y de noche (“visual encounter surveys” Crump & Scott, 1994)
Este método consiste en andar lentamente a lo largo del lote de sendas.En cada lado de la senda se muestrea un área de 5 m hasta una altura de 3 a 4 m.Se inspeccionan la hojarasca, los troncos en descomposición, las cavidades de los troncos, la vegetación, dentro de los agujeros en el suelo y otros lugares que puedan servir de abrigo para la herpetofauna.Se registran la hora y el lugar de los animales avistados u oídos cuya identificación sea segura, aunque no se los haya recolectado.
Diseño de muestreo:Se deben intentar realizar al menos 100 horas de busca activa por periodo.
Unidad de muestreo:Una hora de 1 observador.
Técnicas complementarias:
Búsqueda activa auditiva a partir de los cantos de los anuros (día y noche), con énfasis en la recolección próxima a y dentro de cuerpos de agua (pozos, lagos, igarapés, etc.).Se graban cuando se pueda las vocalizaciones de los anuros.Aunque no haya un diseño de muestreo específico para esta técnica, se debe intentar distribuir equitativamente la inversión entre los diferentes tipos de hábitat encontrados dentro del lote.
Unidad de muestreo:Un registro de vocalización.
Trampas de adhesivo (“rat glue traps”).Este método ofrece datos complementarios para las trampas de interceptación y caída, dado que las trampas de cola registran principalmente lagartos arborícolas, animales estos capturados apenas eventualmente en las pitfalls (Bauer & Sadlier, 1992; Ribeiro-Júnior, et al., 2006).Estas trampas se deben exponer a una distancia de 50m de las trampas de interceptación y caída, y se deben fijar a troncos caídos y a algunos árboles rectos a una altura de 0,5 a 2m.
Unidad de muestreo:Una trampa de adhesivo.
Observaciones:Lo ideal es que las recolecciones se hagan con una duración de 15-20 días cada una a lo largo de las diferentes estaciones del año, dada la variación estacional de las actividades de anfibios y de réptiles.
Variables ambientales:Se podrán usar las siguientes variables ambientales del el área a ser muestreada, si éstas se encuentran disponibles:humedad del aire, temperatura (aire, suelo y agua), precipitación pluviométrica, tipo de suelo y apertura del dosel.
Fijación y conservación del material:Se anotarán fecha, lugar donde se encontró, método de captura y número de la estación de todos los especímenes capturados.En el caso de la búsqueda activa, se anota también el substrato donde se encontró al animal (incluyendo la altura, el diámetro, la distancia del agua o del borde de un claro, y otros datos que sean pertinentes para cada caso) y la hora de su recolección.Deben fotografiarse todas las especies capturadas en la medida de lo posible. Se sacrificarán a los individuos recolectados mediante la administración de dosis letales del anestésico apropiado.
Antes de fijarla, (1) Se retira una muestra de tejido (músculo o hígado), conservada en Etanol P.A., para estudios moleculares (este procedimiento pretende maximizar el aprovechamiento del material recolectado);(2) Se procede a pesar y a medir cada espécimen (longitud rostro-cloaca, de los miembros y, en algunos casos, de la cola); y (3) Cuando proceda, se hacen anotaciones sobre el color del animal en vida.
Se anotan todos los datos en un cuaderno de campo y se vinculan al ejemplar con un número de campo.
Anfibios y réptiles se fijan en formol al 4% (1 porción de formol al 40% por nueve porciones de agua) y se conservan en alcohol al 70%.Deben depositarse los ejemplares recolectados en las colecciones científicas vinculadas al PPBIO como especímenes-testigo.
Referências:
ÁVILA-PIRES, T. C. S.; HOOGMOED, M. S.; VITT, L. J. Herpetofauna da Amazônia. In: Nascimento, L.; Oliveira, E. (Eds.). Herpetologia no Brasil II. Belo Horizonte: Sociedade Brasileira de Herpetologia, 2007. p. 13-43.
BAUER, A. M.; SADLIER, R. A. The use of mouse glue traps to capture lizards. Herpetological Review, v. 23, p. 112-113, 1992.
CORN, P. S. Straight line drift fences and pitfall traps. In: HEYER, W. R. M. et al. (Eds.). Measuring and monitoring biological diversity: standard methods for amphibians. Washington: Smithsonian Institution Press, 1994. p. 109-117.
CRUMP, M. A.; SCOTT JR., N. J. Visual Encounter Surveys. In: HEYER, W. R.; DONNELLY, M. A.; MCDIARMID, R. W. L.; HAYEK, C.; FOSTER, M. S. (Eds.). Measuring and monitoring biological diversity: standard methods for amphibians. Washington: Smithsonian Institution Press, 1994. p. 84-92.
GIBBONS, J.; SEMLITSCH, R. D. Terrestrial drift fences with pitfall traps: an effective technique for quantitative sampling of animal populatuions. Brimleyana, v. 7, p. 1-16, 1981.
JONES, K. B. Effects of grazing on lizard abundance and diversity in western Arizona. Southwestern Naturalist, v. 26, p. 107-115, 1981.
RIBEIRO-JR, M. A.; GARDNER, T. A.; ÁVILA-PIRES T. C. S. Evaluating the effectiveness of herpetological sampling techniques across a gradient of habitat change in a tropical forest landscape. Journal of Herpetology, v. 42, n.4, p. 733-749, 2008.
RIBEIRO-JR., M. A.; GARDNET, T. A.; AVILA-PIRES, T.C. The effectiveness of glue traps to sample lizards in a tropical rainforest. South American Journal of Herpetology, v. 1, n. 2, p. 131-137, 2006.
SEMLITSCH, R. (Ed.). Amphibian Conservation. Washington: Smithsonian Books, 2003. p. 1-324.
YOUNG, B. E.; STUART, S. N.; CHANSON, J. S.; COX, N. A.; BOUCHER, T. M. Disappearing Jewels: The Status of New World Amphibians. Arlington: NatureServe, 2004. p. 1-54.
