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EnglishCoordinador:
Maria Aparecida Lopes( UFPA) • E-mail: maria@ufpa.br
Investigadores responsables:
Este del Pará – Dra. Maria aparecida Lopes UFPA, Dr. João Ubiratan Santos (UFRA)
Oeste del Pará - MSc.Chieno Suemtsu (UFOPA)
Amapá - Salustiano da Costa Neto (IEPA)
Mato Grosso - MSc. Ivone Vieira da Silva (UNEMAT/AF)
Diversidad de las especies estimadas por lote: Las familias a ser tratadas serán Araceae, Marantaceae y Poaceae: 70 especies.Macrófitas acuáticas o plantas acuáticas fanerógamas herbáceas de áreas inundables e inundadas: 44 especies;4 clases de pteridófitas;cerca de 15 familias y 15-20 especies de pteridófitas por parcela de 5 x 250 m.
Papel biológico del grupo: Las familias de hierbas, epífitas y hemiepífitas que se deben estudiarrepresentan a una gran parte de las especies del estrato herbáceo delbosque.Son recursos importantes para la fauna de vertebrados e invertebrados que actúan en la polinización y en la dispersión de muchas de esas especies.Trabajos recientes han usado a las plantas herbáceas para entender la estructura de las comunidades tropicales y los padrones de distribución geográfica de la biodiversidad.Importancia económica del grupo:Muchas especies de las familias aquí citadas se usan como plantas ornamentales.En el sur del Brasil se ha divulgado mucho este aspecto de las especies, pero en la Región Amazónica ese potencial podría ser más explotado.Además de esto, se usan en la artesanía algunas especies con fibras resistentes, con lo cual forman parte de la economía regional.Los principales géneros utilizados en la artesanía son:Heteropsis (“bejuco yaré”), de la familia Araceae,eIschnosiphon (guarumo), de la familia Marantaceae.Algunos géneros de Araceae se utilizan en la medicina popular, especialmente en las regiones tropicales.Se utilizan las hojas trituradas de algunas especies del género Anthurium y de Montrichardia de referida familia como anti-inflamatorio y como cataplasmas respectivamente.Las aráceas pueden usarse en la industria farmacéutica como fuente de compuestos químicos, tales como:saponinas, compuestos cianogénicos, polifenoles, antocianinas y flavonoides.Existen también grandes lagunas en el conocimiento sobre la distribución de las especies con un mayor potencial para la explotación y de su ecología básica, necesaria para determinar las técnicas de cultivo. Las pteridófitas se pueden usar como indicadoras de ambientes preservados y/o alterados (colonizadoras y/o invasoras).Se usan normalmente como plantas ornamentales, sustrato para el cultivo de orquídeas y bromelias (tronco y entrelazado de las raíces de los fetos arborescentes).Algunas se usan como medicinales (vermífugos), comestibles (tradicionalmente usadas en la culinaria oriental), siendo que algunos brotes de helecho tienenuna acción comprobadamente cancerígena. El Programa Internacional de Biología – IBP normatizó en 1969 el término macrófitas acuáticas para todos los vegetales, desde las macro-algas hasta las angiospermas, que habitan en los pantanos e incluso otros ambientes verdaderamente acuáticos (Esteves, 1988).En este Protocolo se considerarán como macrófitas acuáticas a las plantas herbáceas que viven en el agua, en los suelos cubiertos por agua o en los suelos saturados.
Las macrófitas acuáticas recibirán una clasificación ecológica de acuerdo con las formas biológicas (según Irgang, et al., 1994), conforme a lamayor o menor relaciónque puedan tener con el agua, debido a la amplitud de las mareas que actúan de 6 en 6 horas, y se clasificande la siguiente forma:a) anfibias – todas las plantas encontradas en suelos saturados y/o inundables en cada marea;b) emergentes – aquellas plantas que se encuentran fijadas al sustrato permanentemente sumergido, emergiendo sus órganos vegetativos y/o reproductivos de acuerdo con el nivel de la marea;c) fijas fluctuantes – aquellas plantas que se encuentran fijadas al sustrato con los órganos vegetativos y/o reproductivos fluctuantes;d) libres fluctuantes – son aquellas plantas que tienen apenas las raíces sumergidas y cuyos órganos vegetativos y reproductivos emergen;e) fijas sumergidas – son aquellas plantas fijadas al sustrato y siempre emergidas. Dependiendo del tipo de agua (Sioli, 1962) y del sustrato las macrófitas acuáticas tienen importancia como pioneras en la formación de islas aluviales, márgenes de ríos e igarapés, así como refugio ynido para animales de estos ambientes, además de evitar la erosión de las márgenes.Diversas especies acuáticas tienen importancia por su potencial alimenticio medicinal, fibroso, aromático u otros.
Técnica 1.Macrófitas acuáticas
Se recolectarán las especies en las parcelas ribereñas (las márgenes de las parcelas acuáticas utilizadas en los protocolos 6 y 8) conancho igual a la extensión del ambiente o,como máximo, de 10 men cada margen.Se harán las recolecciones de acuerdo con la forma biológica (Figura 01), siguiendo el declive del margen de los ríos, igarapés, lagos, etc. hasta su zona de inundación, siendo que de cada especie recolectada se registrará su forma biológica, el tipo de agua, el sustrato, las coordenadas geográficas y los datos de cada planta (Figura 02).En el caso de que otro espécimen de la especie ya recolectada se encuentre bajo otra forma biológica y/o tipo de agua, se deberá recolectar y registrar nuevamente.De esta forma tendremos el registro de todas las formas biológicas de esa especie y, consecuentemente, su amplitud ecológica en este declive de la inundación.Las muestras se deben prensar en el momento de su recolección entre hojas de periódico para que no sufran deformaciones con la deshidratación.Para obtener una buena muestra se debe cambiar el periódico antes de poner el material en el horno, pues eso facilita susecado.
Herborización:Siguiendo la metodología convencional, las especies deben encontrarse en una fase de floracióny/o fructificacióny se registraránlas informaciones en una ficha conforme ala Figura 2. Se deben recolectar las pequeñas hierbas con la raíz, con la ayuda de tijeras de podar y de otros instrumentos apropiados.Se deben recolectar por lo menos cinco muestras: una para el herbario para el cual la muestra está siendo recolectada, una para el especialista del grupo, otra para uno de los grandes herbarios nacionales, y las restantes se utilizaránen el intercambio científico de material botánico que se da entre los herbarios nacionales y los extranjeros.
En el caso de material raro, de nuevas ocurrencias, o de probables especies nuevas la decisión le corresponde al especialista y no quedará garantizada su inclusión en el herbario.
Unidad de muestreo: una parcela de 50 m
Anotaciones de campo: Todavía en campo y siempre que eso sea posible, se anotarán en un cuaderno de campo estandarizado (Figura 2) los siguientes datos de cada planta:Lugar de recolección, coordenadas geográficas, recolector y número de recolección, fecha de la recolección, hábito de la planta (hierba), forma biológica (anfibia, emergente, etc.)altura/tamaño de la planta, color de la flor y del fruto, y su uso. En todas las muestra de una misma planta recolectadas en un mismo lugar, se anotarán a lápiz el nombre y el número del recolector en las hojas del periódico.
Figura 1.Principales Formas Biológicas: a) Anfibias;b) Emergentes;c) Fijas fluctuantes;d) Libres fluctuantes;e) Fijas sumergidas;f) Libres sumergidas; g) Epífita (Irgang, B. E., et al., 1994).
Figura 2 – Ejemplo de ficha de herbario.
Procedimientos cuantitativos:
Las macrófitas acuáticas herbáceas se muestrearán por el método de parcelas según Mueller-Dombois & Ellenberg, (1974).
Se escoge un área representativa de la vegetación en las márgenes de los ríos eigarapés.
Se establece en ellas una línea base de 50 m, en la cual se determinan 4 puntos, tomando nuevamente en consideración la mejor representatividad del ambiente.
En cada punto, se extiende una cinta métrica de 20 m perpendicular a la línea base o hasta el límite de la zona inundable.
A lo largo de esta cinta métrica se definen parcelas de 1m2, empezando por el lado izquierdo del punto y, después de éste, cada 1m a lo largo de los lados derecho e izquierdo de la cinta métrica (Figura 3).
Se anotará el nombre de cada especie en cada cuadrado, el porcentaje de cobertura de los individuos y el porcentaje de área sin vegetación (desnuda).Se obtiene la cobertura a través de estimativa.
Se efectuarán dos inventarios fitosociológicos, uno durante el periodo de mayor intensidad pluviométrica (enero a junio), y el otro durante el periodo de menor intensidad pluviométrica (julio a diciembre).La línea base se lanzará en el mismo lugar en todos los inventarios fitosociológicos.
La identificación de las especies presentes y el porcentaje de cobertura de cada especie permitieron calcular los parámetros fitosociológicos de Frecuencia Absoluta (FA), Frecuencia Relativa (FR), Dominancia Absoluta (DoA), Dominancia Relativa (DoR), por medio de las siguientes formulas (Mueller-Dombois & Ellenberg, 1974):
nº cuadrados de la especie i FA de la especie i
FA= ------------------------------- FR= -------------------------- X 100
nº total de cuadrados Frecuencia total de la especie
Porcentaje de cobertura de la especie i Dominancia absoluta de la especie i
(DoA) = -------------------------------------------- DoR= ------------------------------------------ X 100
área total del muestreo Dominancia total de las especies
Para efectos de ordenación de las especies se podría usar el Índice de Cobertura (IC), según Mantovani (1987).
IC = FA + DoA
Curva especie por área de muestreo.
Figura 3 - Dibujo esquemático de la distribución de las parcelas para macrófitas acuáticas herbáceas de las áreas inundables e inundadas del PPBio.
Levantamiento florístico:
Además de las muestras cuantitativas obtenidas con el método de las parcelas, sellevará a cabo un levantamiento florístico simultáneo, que consistirá en la recolección de todas las especies fértiles encontradas en el área de trabajo, además de aquellas que ocurrieron dentro de las parcelas.
Técnicas 2. Hierbas terrestres, epífitas y hemiepífitas
El ancho de muestreo para las hierbas terrestres, epífitas y hemiepífitas, es de 2 m, lo cual resulta en una área muestreada de 0,05 ha (250 x 2 m) por parcela.Esa parcela debe entonces establecerse a uno de los lados de la línea central, después dela zona tampón de 1 m que se deja al lado de la línea central para la circulación de los investigadores.Para que esta parcela sea permanente es importante que los investigadores no pisoteen a su paso por el área, cuando vayan a medir los árboles u otras cosas.Por lo tanto, lo ideal es extender una línea demarcando esta área a ambos los lados.Esta línea se debe extender cercana al suelo (+- 30 cm), uniendo postes auxiliares que siguen las marcas de 10 m de la línea central.Los postes cada 10 m delimitan las sub-parcelas.Se debe avisar a los investigadores de otros grupos para que no anden dentro de la franja.Para las especies de epífitas y hemiepífitas se contará el número de troncos donde la especie ocurrió hasta 8 m de altura.De la misma forma que para las especies terrestres, se debe anotar en que sub-parcela de 10 m cada ‘individuo’ ocurrió.Si los árboles ya están marcados en la parcela, se debe anotar el número del individuo arbóreo sobre el cual cada epífita/hemiepífita se encontró.Esto permite que se efectúen análisis de preferencia por huésped cuando se identifican los árboles.Dentro de cada sub-parcela se cuentan todos los individuos herbáceos y, para algunos análisis, se miden también.Se hace difícil muchas veces la delimitación de individuos, ya que varias especies son clonales.Para las especies clonales, se cuentan el número de tallos o de rosetas (‘rametes’), no importando si se trata de individuos genéticamente diferentes o si no existen especies para las cuales se pude distinguir a los individuos cuando ocurren en baja densidad, pero no cuando ocurren agregados.Por lo tanto la determinación del hábito debe cubrir toda la gama del muestreo.Se puede hacer igualmente la marcación permanente de los individuos para el monitoreo de la mortalidad,reclutamiento y crecimiento, mientras este esfuerzo adicional no comprometa la realización completa (de todas las parcelas) del inventario básico.Se puede hacer la marcación de los individuos con placas de aluminio ligeras y de alambre forrado (cable de teléfono), o con estacas de madera (tipo pincho para asado) o de metal pinchadas del lado de la planta, con la placa numerada atada en esta estaca.Las estacas de madera son temporales (con durabilidad de más o menos 1 año) y sólo se deben emplear si el tiempo entre los recensos es corto.
Medidas de Cobertura: Las medidas de cobertura se establecen de acuerdo con el método de la parcela puntual, solamente para las hierbas terrestres.Para estas medidas se extiende una cinta métrica a lo largo de la línea lateral de la parcela y cada 10 cm se posiciona verticalmente, tocando a la cinta métrica, una varita de metal muy fina (p.ej. una varilla para soldar de 2mm de diámetro).Si alguna parte de una planta herbácea toca a la varilla, la especie se cuenta para este punto.Las medidas se repiten de 10 en 10 cm a lo largo de todos los 250 m de la parcela, lo cual resulta en una intensidad de muestreo de 2500 puntos por parcela.Estos valores se usan para calcular la cobertura de cada especie por parcela (número de puntos en los cuales la especie tocó la varilla/ 2500). Es importante llevar en consideración dos detalles:1) más de una especie puede tocar la varilla en el mismo punto, y todas se cuentan;2) la misma especie puede tocar la varilla más de una vez en el mismo punto, a alturas diferentes – en este caso la altura en la que cada toque se dio puede ser anotada para el cálculo de cobertura en diferentes estratos (alturas), aunque solo se usa un toque para el cálculo de la cobertura de la especie.Si ninguna planta toca la varilla, la cobertura de este punto es igual a cero.Como la línea lateral interna de la parcela está más expuesta a los posibles efectos de pisoteo, es mejor que las medidas se hagan en la línea lateral más distante de la línea central, para que sea posible repetir estas medidas futuramente y detectar tendencias de cambio en la cobertura.Las medidas de cobertura son, por lo general, más objetivas que el recuento de individuos (debido al problema de las especies clonales) y se deberían hacer siempre, aunque se haga tambiénelconteo de los individuos.Esto asegura una medida que puede ser comparada entre áreas, independiente de los criterios usados para la definición de los individuos.Para que las medidas de cobertura sean lo más objetivas posible, se necesita posicionar la varilla muy vertical y no moverla después de eso, aunque haya una planta muy cercana.Existe una fuerte tendencia a que los principiantes intenten acercar la varilla a alguna planta.Por eso, se debe instruirlos antes de empezar a hacer las medidas de verdad.
Técnicas de recolección 3.Pteridófitas
Es fácil recolectar el material completo de especímenes nomuy grandes, para lo cual basta preparar toda la planta.Para el material del Herbario esto significa, en aquellos casos de especies con tallo rastrero, un pedazo con dos hojas contiguas, de las cuales al menos una debe ser fértil.En el caso de planta de tallo recto, se puede cortar al medio, longitudinalmente, cuidando de que haya en cada pedazo hojas fértiles.En los casos de dimorfismo es especialmente importante preparar una hoja estéril por separado.Para los helechos arborescentes y otras pteridófitas grandes no es posible conservar los ejemplares completos.En estos casos es importante proceder de la siguiente forma a la hora de herborizar:a) se retira un pedazo de 35 cm del pecíolo de la hoja fértil lo más junto al tronco posible.Esto es importante para obtener la forma de la porción basal, que muchas veces es sigmoide, mientras que otras veces no.Esta porción basal se puede partir al medio, longitudinalmente, conformando así dos ejemplares.Es muy importante conservar las escamas o tricomas existentes en la base del pecíolo;b) la parte inferior de la lámina (35 a 40cm), mostrando el tamaño y la posición de las pinas basales, que no deben ser dobladas en el punto de inserción alterando su posición normal.Si son muy grandes deben ser dobladas por la punta o por el medio;c) la parte del medio de la hoja a la altura de las pinas mayores.Se retira un pedazo del raquis, dejando una única pina completa y dos o tres bases de las pinas, tanto del lado de la pina conservada como del lado opuesto, lo cual permitirá ver la posición relativa ensu inserción (si son opuestas o alternadas) yla distancia entre ellas;d) la parte apical de la hoja, para mostrar si la pina apical es semejante a las pinas laterales o si son diferentes;e) la parte apical del medio de una pina del medio de una hoja estéril (con una porción del raquis).Se recomienda la recolección de la planta aún siendo estéril, pues muchas veces su identificación se hace posible incluso a nivel de la especie.La recolección de ese ejemplar estéril es igualmente importante, pues contribuye en el conocimiento de la distribución geográfica de la familia o del género al cual ese ejemplar pertenece.Cabe recordar que no se deber recolectar un único espécimen, sino que, siempre que sea posible, se hagan un buen número de duplicados.No obstante, considerando que el resto de la vegetación nativa se encuentra tan raramente (en determinadas regiones del Brasil), se debe evitar la erradicación de una especie de su hábitat, para evitar una excesiva retirada de material (Mori, et al., 1989; Windisch, 1992).
Unidad de muestreo para pteridófitas: parcela de 5 x 250 m.
Diseño de muestreo para pteridófitas: el ancho de muestreo es de 5 m, lo cual resulta en una área de muestreo de 0,125 ha (250 x 5 m) por parcela.La parcela para las pteridófitas debe pues establecerse a uno de los lados de la línea central (Figura 7).Lo ideal es extender una línea recta demarcando esta área a ambos los lados.Esta línea se debe extender a ± 1m del suelo, uniendo postes auxiliares que sigan las marcas de 10m de la línea central.Se recolectarán las especies de pteridófitas (al menos una muestra por parcela) en las 30 parcelas de 5 x 250 m, y se contarán sus respectivos individuos.Se hará el muestreo de las epífitas y hemiepífitas en el sub-bosque hasta una altura de 3-4m del suelo sin la ayuda del equipo de escalada.Se anotará el hábitat de cada especie (terrestre, epífita, hemiepífita, rupícola o acuática).
Datos ambientales importantes para las pteridófitas:Altitud, inclinación, suelo (textura, fertilidad, potencial hídrico), estructura arbórea, hábitat (terrestre, rupícola, epífita, hemiepífita, acuática), ambiente de ocurrencia (interior del bosque, margen del bosque, margen de las sendas, barrancos, terra firme, márgenes de igarapés, margen, cabecera o interior de igapós).
Forma de conservación del material recolectado para plantas superiores: Las muestras se secarán en horno a gas o eléctrico, en campo (preferencialmente) o en laboratorio.En el caso de que vayan para el laboratorio, deben ser embebidas de alcohol al 70%, lo cual garantiza una mayor durabilidad y evita la pérdida de hojas y de partes reproductivas.Las inflorescencias e infrutescencias de Araceae deben embeberse de glicerol (50% glicerina, 50% agua destilada).Hecho esto y después de su secado, los demás procedimientos se harán en laboratorio (identificación, montaje, registro e incorporación de la muestra).Las pteridófitas constituyen un material fácil de ser recolectado, al contrario de algunos grupos vegetales que requieren de prensado inmediato del material o de la fijación de determinados órganos en líquido preservativo.Las exsicatas resisten durante algunas horas (días, si es necesario) en bolsas de plástico cerradas sin agujeros, mantenidas a la sombra con algunas gotas de agua y con aire dentro, manteniendo el material húmedo.Los ejemplares recolectados se depositarán en las colecciones depositarias fieles de la Amazonía.
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