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EnglishCoordenador:
Dr. Cleverson Ranieri dos Santos (MPEG) • E-mail: crsantos@museu-goeldi.br
Pesquisadores responsáveis:
Leste do Pará - Dr. Cleverson Ranieri dos Santos (MPEG), Leandro Juen
Oeste do Pará - Dr. José Reinaldo Pacheco Peleja (UFOPA)
Amapá - M.Sc. Inacia Maria Vieira (IEPA)
Mato Grosso - M.Sc. Amanda Frederico Mortati (UNEMAT/AF)
Maranhão - Dayani de Fátima Pereira (UFMA)
Grupos de interesse e diversidade de espécies estimada por grade:
Serão estudados os imaturos de Plecoptera, Trichoptera, Ephemeroptera e Heteroptera (Nepomorpha e Gerromorpha), que serão identificados até gênero ou morfotipo. Em outras regiões amazônicas, por exemplo, a Reserva Florestal Adolpho Ducke (RFAD), estima-se um número aproximado de 100 espécies, distribuídas em diversos gêneros, dentre os grupos taxonômicos supracitados. Outros táxons, como Odonata, Coleoptera, Heteroptera e Oligochaeta, podem ser estudados em alguns ambientes, para a compreensão da substituição da fauna entre locais amostrados. Também serão estudados os Crustáceos de água doce, principalmente os Decápodos, grupo ainda não avaliado nas grades de coleta. O conhecimento da carcinofauna para a Amazônia Oriental é ainda insipiente, com apenas 29 registros dentre camarões e caranguejos (sendo uma espécie introduzida) são datados para as águas dulcícolas paraenses. Destes registros há somente 12 ocorrências para o Amapá.
Papel biológico do grupo: Plecoptera, Trichoptera e Ephemeroptera são importantes e abundantes componentes da biota aquática, desempenhando importante papel na cadeia trófica desse ambiente. Além disso, espécies dessas três ordens estão entre os principais grupos de macroinvertebrados utilizados em estudos de monitoramento ambiental, por apresentarem grande sensibilidade a alterações do habitat. Os Heteroptera aquáticos e semiaquáticos são importantes nos ecossistemas por servirem de alimento para outros insetos, peixes, anfíbios, répteis, aves e mamíferos. Podem também desempenhar o papel de controladores biológicos de larvas e pupas de mosquitos vetores de doenças, uma vez que quase todas as espécies aquáticas alimentam-se de outros insetos.
Os invertebrados desempenham papéis fundamentais nas cadeias tróficas dos ecossistemas de água doce, sendo geralmente determinantes da velocidade da decomposição de restos vegetais e importante fonte de alimento para vertebrados. Também são amplamente empregados como bioindicadores, sendo conhecidos padrões de resposta de diferentes táxons a alterações do ambiente, como remoção da cobertura florestal e mudanças de parâmetros físico-químicos da água. Algumas espécies apresentam importância sanitária, como vetores de doenças, enquanto outras podem ser relevantes no controle desses vetores.
Os Crustáceos também possuem grande importância dentro do ecossistema, principalmente quanto à cadeia alimentar, durante os seus diferentes estágios de vida. Quando larva ou ainda muito pequenos (alguns possuem desenvolvimento direto), predam outros pequenos organismos ou produtores primários, e servem de alimento para organismos maiores, servindo ainda de elo na transferência de energia em diferentes níveis tróficos. Na fase adulta, podem capturar invertebrados e até mesmo vertebrados, servindo também de alimento para diversos grupos de organismos, inclusive o homem, sendo que algumas espécies possuem valor econômico. Habitam os mais diversos ecossistemas, além das águas oceânicas, estuarinas e manguezais. Ocupam rios, igarapés, lagos ou até mesmo o ambiente terrestre.
Técnicas para coleta de insetos aquáticos
Técnica de coleta 1. Coleta de serrapilheira
Serão coletadas porções da serrapilheira do fundo do igarapé ,até encher um rapiché (Figura 1), com malha de 1mm. Os pontos de coleta de serrapilheira amostrados durante o enchimento do rapiché devem ser amplamente distribuídos ao longo da transecção do igarapé, excluindo áreas com maior profundidade onde limita o alcance do rapiché. Deve ser amostrada a camada superficial, definida aqui como, aproximadamente, 10 cm. O número de amostras com rapiché deve ser contado ao longo do transecto de 50 metros, sendo que as amostragens em cada 10 metros devem ser distribuídas de forma a ter o mesmo número (sugere-se 3 rapichés cheios a cada 10 metros). Quando houver pouca serrapilheira, tornando impossível encher o rapiché, deve-se ampliar a área de amostragem para os dois lados, até se obter material suficiente (Figura 3). Caso não seja possível encher o rapiché dentro da área de amostragem, deve-se anotar a proporção da amostra pretendida, que foi obtida (porcentagem do rapiché preenchida) para permitir comparações futuras. Os invertebrados coletados devem ser preservados em álcool 80%.
Observação: para estudar diferenças associadas a tipos de ambiente (diferentes velocidades de água, profundidades, sombreamento, profundidade de serrapilheira, presença de rochas, tipos de substrato etc.), as porções de serrapilheira obtidas em diferentes ambientes devem ser mantidas separadas. Para tanto, coleta-se material dos diferentes ambientes a serem estudados, de forma que o total seja correspondente a um rapiché para cada ambiente.
Unidade amostral: Esforço de coleta (número de rapichés cheios) por parcela aquática.
Figura 1. Esquema do rapiché. A tela do fundo deve ter malha de 1 mm.
Técnica de coleta 2: Sedimento de fundo e superfície próximo às margens
Para ambientes que não sejam satisfatoriamente amostráveis pela Técnica 1 (amostragem de serrapilheira por um transecto do igarapé), serão tomadas amostras do sedimento e/ou superfície próximo às margens. Este método consiste em um arrasto, conforme descrito pela técnica de crustáceos, utilizando rede de malha 1mm ou peneira. A distância da margem do igarapé deve ser a mínima possível, que possibilite fazer o arrasto. O material coletado deve ser fixado em álcool 80% para posterior triagem no laboratório. Em cada ponto de coleta é necessário amostrar apenas uma margem do igarapé; ou quando identificado possíveis substratos (como folhiços) que contenham os organismos-alvo.
Os demais insetos (de fundo ou superfície) poderão ser amostrados dentro de cada parcela, de forma não quantitativa. O procedimento consistirá na simples captura de todas as espécies avistadas, com o objetivo de registrar sua presença dentro de cada parcela. Os dados desses organismos serão tratados como presença e ausência por parcela.
Unidade amostral: o esforço dos arrastos por transecto de 50 metros.
Técnica de coleta 3. Coleta de insetos adultos
Será utilizada uma armadilha de Malaise pequena (modelo Townes, 1972), colocada em um ponto conveniente ao longo do transecto escolhido (Figura 2). A cada cinco dias, a amostra deve ser retirada de cada armadilha. Os espécimes coletados serão armazenados em álcool 80% até a triagem em laboratório.
Unidade amostral: esforço de captura por armadilha a cada 3 dias.
Figura 2. Armadilha de Malaise armada junto à margem do igarapé.
Áreas alagadas
Em locais de áreas alagadas, onde não há um canal de igarapé definido, as coletas serão realizadas em corpos d’água localizados próximos ou ao longo das trilhas. Neste caso, utiliza-se também o transecto de 50 m; as coletas devem ser realizadas da mesma forma que na Técnica 1. A diferença é que a largura da área a ser amostrada deve ficar restrita a 2,5m, medida a partir da linha do transecto. Essa largura foi estipulada, considerando a média de largura de igarapés de 2ª ordem. O mesmo deve ser efetuado no caso dos crustáceos.
Unidade amostral: uma parcela aquática.
Técnicas para coleta de Crustáceos
Técnicas de coletas 4. Arrasto de fundo com rede de operação manual (águas rasas)
Será utilizada uma rede com malha de 2 mm entrenós, comprimento de 5m ou 3m (conforme a largura do igarapé), altura 1,50m, para os locais de pouca profundidade (máximo 1,50 m). A rede é operada por duas pessoas – uma de cada lado, em contato com o fundo por uma distância até 10 metros. Logo após esta operação, deve-se fazer o procedimento de fechamento (unindo as pontas com os calões) e retirada da rede para fora da água. Os crustáceos coletados serão armazenados diretamente em álcool 80% e, se possível, com uma triagem prévia dos grupos taxonômicos coletados. Deverão ser realizadas três amostras, no trecho escolhido de 50 metros dentro de cada parcela, utilizando as subdivisões de 10 metros: 1, 3 e 5 (Figura 4). No caso da incapacidade de ser usar a rede descrita acima (profundidade abaixo de 1m ou fundo com troncos ou pedras), será utilizada rede menor de arrasto (malha 1mm), com arrastos curtos de 1 a 2 metros. O número de arrastos deve ser de 3 a 5 a cada trecho de 10 metros, preferencialmente em locais com folhiços ou sedimentos lodosos.
Unidade amostral: resultado do esforço dos arrastos por parcela aquática.
Técnica de coleta 5. Armadilhas de espera (puçás, matapis)
Esta técnica é complementar às amostras de fundo. Serão utilizadas armadilhas de espera, como puçás ou matapis, com isca morta (peixes, por exemplo). Tais armadilhas serão colocadas nas subdivisões do trecho de 50 metros 2 e 4, e após a aplicação da técnica de arrastos de fundo (Figura 4). Cada armadilha poderá ser utilizada mais de uma vez ao longo do dia, sendo que o horário e o tempo de submersão deverão ser marcados a cada uso, pelo menos 4 horas ou, se possível, durante uma noite.
Unidade amostral: resultado obtido no tempo em que cada armadilha ficou submersa.
Técnicas de coletas 6. Amostragem de superfície
Com o objetivo de coletar pequenos camarões, uma rede do tipo plâncton (acoplada com fluxômetro, malha de 200 micra, com 60 cm de diâmetro de abertura e 1,35 m de comprimento) será ajustada para coleta de superfície e meia água. A rede deverá ser lançada e puxada por corda por 10 metros, duas vezes em cada parcela, nas mesmas áreas da coleta de arrasto de fundo (Figura 4), após um intervalo de pelo menos 30 minutos.
Unidade amostral: esforço da captura de cada amostragem de 10 metros.
Técnicas de coleta 7. Coleta manual em área terrestre
Paralelo ao curso d’água da parcela, ao longo dos 50 metros, e num máximo de até 12 metros de distância da margem do igarapé. Um coletor irá percorrer, ao longo de uma das margens, os 50 metros correspondentes, coletando manualmente ou com uso de puçá, os crustáceos em terra. Se possível, e no caso de mais de um coletor, estabelecer mais de um percurso (máximo três percursos), separados pela distância de 3 metros cada, sendo o primeiro a partir da margem (Figura 4). O tempo de atuação de cada coletor no percurso deve ser padronizado, sugere-se 10 minutos em 50 metros.
Unidade amostral: resultado do esforço de cada coletor por distância/tempo percorrido.
Desenho amostral: em cada igarapé selecionado para o estudo, tanto para insetos aquáticos como para crustáceos, será demarcado um trecho de 50 metros, onde serão feitas as coletas dos macroinvertebrados aquáticos e as medidas dos parâmetros ambientais (físicos e químicos). A parcela deve começar 10 m, a montante do ponto em que a trilha cruza o igarapé, no sentido da nascente, para minimizar o efeito da trilha sobre os resultados. A partir deste ponto, será estendida uma linha de 50 m, com marcações a cada 10m, determinando assim os pontos de amostragem, de acordo com a descrição das técnicas para cada grupo estudado (Figuras 2 e 3). Para crustáceos, cada trecho é subdividido em 5 trechos de 10 metros (numerados de 1 - primeiro, a 5 - último). Caso a grade inclua ecossistemas aquáticos que não possam ser tratados desta forma, como poças, lagos ou igapós, será buscada a definição de uma parcela, com a metragem o mais próxima possível dos 50m. Em cada sítio deverão ser estabelecidas entre 4 e 10 parcelas, sendo este número determinado, tanto pela necessidade devida à diversidade de ambientes encontrados (um sítio com diversos tipos de ambientes deve ter um maior número de parcelas), quanto à possibilidade de estabelecer parcelas estatisticamente independentes (épocas de seca por exemplo, o número de possíveis parcelas é reduzido). Assim, o número de parcelas aquáticas é no máximo de 10 parcelas, sendo estas distribuídas de forma o mais equidistantes possívelu entre elas cobrindo toda a grade (Figura 5), sugere-se que a hidrografia da área seja estudada, a fim de se definir as parcelas antecipadamente.
Os cursos d’água escolhidos para a amostragem serão aqueles onde se possam aplicar as técnicas previstas, pois os cursos d’água mais profundos (acima de 1,60 m) são de difícil amostragem com a metodologia proposta. A independência das amostras é dada por meio da seleção de igarapés pertencentes a diferentes bacias – ou com a menor conectividade possível entre si. As coordenadas geográficas dos trechos amostrados serão registradas com uso de aparelhos de GPS.
Figura 3. Distribuição das amostras para insetos aquáticos dentro de cada parcela aquática.
As parcelas têm 50m de comprimento. Seguindo uma das margens, serão estabelecidos seis referenciais, distando 10 metros entre si. A partir destes pontos, cruzando o curso d’água, deve ser coletado o substrato até encher um rapiché. Os “x” na figura indicam pontos que podem ser recolhidas porções de serrapilheira, sendo sugeridos 3 pontos a cada 10 d’água é mais metros. Nos referenciais 20 e 30m foi ilustrado o caso em que parte do curso fundo do que o alcance do rapiché, o que é representado na Figura 4 por um trecho sem coleta de substrato.
Figura 4. Modelo de uso das técnicas de coleta de crustáceos em uma parcela.
Curso de água amostrada do igarapé, com comprimento de 50 metros, separado em 5 subdivisões (1 a 5) de 10 metros cada. Três técnicas são de coleta em água, duas (as de arrasto de fundo e coleta de superfície) utilizam as subdivisões 1, 3 e 5, sendo que a segunda técnica aplicada deve ter um intervalo de ao menos 3 horas após a aplicação da primeira. Nas subdivisões 2 e 4 serão colocadas armadilhas de espera, com distância mínima de 3 metros entre si. A técnica de coleta terrestre seque a linha de uma das margens, podendo abranger até 12 metros de distância, com intervalos por volta de 3 metros para cada percurso realizado por um coletor.
Figura 5. Disposição hipotética de localização de parcelas escolhidas para amostragem com número de quatro (A) e dez (B) dentro da grade. Esta disposição varia de acordo com a hidrografia da área.
Dados ambientais adicionais importantes para o grupo: dados ambientais de cada parcela serão coletados para uma caracterização mínima das áreas amostradas. A largura média do canal (m) será calculada a partir da média de 3, medidas equidistantes ao longo do trecho determinado. A profundidade média do canal (m) e profundidade máxima média (m) serão calculadas a partir de 4 sondagens equidistantes, em 3 transectos transversais também equidistantes ao longo do trecho. A velocidade da corrente (m/s) será determinada pela média entre três pontos, dispostos na linha longitudinal no centro do canal, medida no meio da coluna d’água, utilizando um fluxímetro ou medindo-se o tempo de deslocamento de um objeto flutuante por uma distância conhecida.
A vazão média (m3/s) será obtida relacionando-se velocidade média, largura e profundidade, pela fórmula: Q = A . Vm
onde: Q = vazão; Vm = velocidade média da corrente; A = área transeccional média, na secção transversal do curso de água. A área transeccional será calculada a partir da média da área de 3 transectos em cada trecho estudado, pela fórmula: At = SniAn
onde: At = área do transecto dada pela somatória de [(Z1+Z2)/2].l + [(Z2+Z3)/2].l + ... [(Zn+Zn+1)/2].l
onde: Zn = profundidade medida em cada segmento; l = largura de cada segmento.
O tipo de substrato será inicialmente classificado em sete categorias: areia, argila, tronco (madeiras com diâmetro acima de 10cm), liteira (composta de folhas e pequenos galhos), liteira fina (material particulado fino), raiz (emaranhado de raízes, a maioria fina, proveniente da vegetação marginal) e macrófita (vegetação aquática). Serão obtidas ainda as seguintes variáveis: o potencial hidrogeniônico (pH), condutividade (μS/cm), oxigênio dissolvido (mg/L) e temperatura de fundo e superfície (ºC) serão determinados com aparelhos portáteis específicos. Outras características ambientais poderão ser incluídas como, por exemplo, a força e direção de vento, condições do tempo e turbidez da água.
Forma de preservação do material coletado: o material coletado será preservado em meio líquido, em etanol 90% ou 80% para fixar o material no campo. No laboratório, após a triagem e identificação, os insetos serão preservados em etanol 80%. Após a fixação em álcool 90%, os crustáceos serão triados, identificados e armazenados em álcool 80%. Os exemplares coletados serão depositados nas coleções do MPEG e de outras coleções fiéis depositárias da Amazônia.
Restrições a atividades que prejudiquem o desenvolvimento do protocolo: As outras equipes que irão desenvolver atividades nas áreas devem evitar andar dentro dos igarapés nos trechos e a montante dos trechos que serão amostrados.
Referências:
HORNE, A.J., GOLDMAN, C.R. Limnology. 2. ed. New York: McGraw-Hill, 1994. 576p.
MELO, G. A. S. (Ed.). Manual de Identificação dos Crustacea Decapoda de água doce do Brasil. São Paulo: Loyola, 430 p.
MORIN, A.; STEPHENSON, J.; STRIKE, J.; SOLIMINI, A.G. Sieve retention probabilities of stream benthic invertebrates. J. N. Am. Benthol. Soc., v. 23, n. 2, p.383-391, 2004.
TOWNES, H. A light-weight Malaise trap. Entomology News, v. 83, p. 239-247, 1972.
