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EnglishCoordenadora:
Maria Aparecida Lopes • E-mail: maria@ufpa.br
Pesquisadores responsáveis:
Leste do Pará - Dr. João Ubiratan Santos (UFRA)
Oeste do Pará - M.Sc. Chieno Suemtsu (UFOPA)
Amapá - M.Sc. Salustiano da Costa Neto (IEPA)
Mato Grosso - M.Sc. Ivone Vieira da Silva (UNEMAT/AF)
Diversidade de espécies estimadas por grade:
As famílias a serem tratadas serão Araceae, Marantaceae e Poaceae (70 espécies).
Macrófitas aquáticas ou plantas aquáticas fanerógamas herbáceas de áreas inundáveis e inundadas 44 espécies.
Quatro classes de pteridófitas, cerca de 15 famílias e 15-20 espécies de pteridófitas por parcela de 5x250m.
Papel biológico do grupo: as famílias de ervas, epífitas e hemiepífitas a serem estudadas contribuem com grande parte das espécies do estrato herbáceo da floresta. São importantes recursos para fauna de vertebrados e invertebrados, os quais atuam na polinização e na dispersão de muitas dessas espécies. Trabalhos recentes têm usado plantas herbáceas para entender à estrutura de comunidades tropicais e padrões de distribuição geográfica de biodiversidade.
Importância econômica do grupo: muitas espécies das famílias citadas são usadas como plantas ornamentais. No sul do Brasil, este aspecto das espécies tem sido amplamente difundido, mas na região amazônica esse potencial pode ser mais explorado. Além disto, algumas espécies possuidoras de fibras resistentes são utilizadas em artesanato, fazendo parte da economia da região amazônica. Os principais gêneros utilizados no artesanato são: Heteropsis (cipó-titica), da família Araceae e Ischnosiphon (arumã), da família Marantaceae. Na medicina popular, alguns gêneros de Araceae são utilizados especialmente em regiões tropicais. Folhas trituradas de algumas espécies do gênero Anthurium e de Montrichardia da referida família, são utilizadas como anti-inflamatório e como cataplasmas, respectivamente. As aráceas podem ser usadas na indústria farmacêutica como fonte de compostos químicos, tais como: saponinas, compostos cianogênicos, polifenóis, antocianinas e flavonoides.
Existem ainda grandes lacunas no conhecimento da distribuição das espécies com maior potencial para exploração e da ecologia básica destas, necessária para determinar as técnicas de cultivo. As pteridófitas podem ser usadas como indicadoras de ambientes preservados e/ou alterados (colonizadoras e/ou invasoras). São normalmente usadas como plantas ornamentais, substrato para o cultivo de orquídeas e bromélias (tronco e emaranhado das raízes dos fetos arborescentes). Algumas são usadas como medicinais (vermífugos), comestíveis (tradicionalmente usadas na culinária oriental), sendo que alguns brotos de samambaia têm ação comprovadamente cancerígena. O termo macrófitas aquáticas foi padronizado em 1969, pelo Programa Internacional de Biologia (IBP), para todos os vegetais, desde macroalgas até angiospermas, que habitam os brejos até outros ambientes verdadeiramente aquáticos (ESTEVES, 1988). Neste protocolo serão consideradas macrófitas aquáticas as plantas herbáceas que vivem na água, em solos cobertos com água ou em solos saturados.
As macrófitas aquáticas receberão classificação ecológica por formas biológicas (segundo IRGANG et al., 1994), conforme a maior ou menor relação com a água, em consequência das amplitudes das marés, de 6 em 6 horas, assim definidas: a) anfíbias – todas as plantas encontradas em solos saturados e/ou inundáveis a cada maré; b) emergente – aquelas plantas que se encontram fixas ao substrato permanentemente submerso, emergindo seus órgãos vegetativos e/ou reprodutivos de acordo com o nível da maré; c) fixas flutuantes – aquelas plantas que se encontram fixas ao substrato com os órgãos vegetativos e/ou reprodutivos flutuantes; d) livres flutuantes – são aquelas plantas que apenas as raízes ficam imersas e os órgãos vegetativos e reprodutivos emergem; e) fixas submersas – são aquelas plantas fixas ao substrato e sempre emersas.
Dependendo do tipo de água (SIOLI, 1962) e do substrato, as macrófitas aquáticas têm importância como pioneiras na formação de ilhas aluviais, margens de rios e igarapés, assim como refúgio e berçário para animais destes ambientes, além de evitar a erosão das margens. Diversas espécies aquáticas têm importância quanto ao seu potencial alimentício, medicinal, fibroso, aromático, entre outros.
Técnica 1
Macrofitas aquáticas: as espécies serão coletadas nas parcelas riparias (margens das parcelas aquáticas utilizadas nos protocolos 6 e 8), com largura igual a extensão do ambiente ou, no máximo, de 10 metros em cada margem. As coletas serão de acordo com a forma biológica (Figura 1), seguindo o gradiente da margem de rios, igarapés, lagos etc., até a zona de inundação dos mesmos, sendo que, cada espécie coletada será registrada a forma biológica, o tipo de água, o substrato e as coordenadas geográficas e os dados de cada planta (Figura 2). Caso outro espécime da espécie já coletada seja encontrado em outra forma biológica e/ou tipo de água, deverá ser novamente coletada e registrada. Assim, teremos o registro de todas as formas biológicas daquela espécie e, consequentemente, a amplitude ecológica da mesma neste gradiente de inundação. As amostras deverão ser prensadas no momento da coleta, entre folhas de jornal, para não sofrerem deformações com a desidratação. Antes de colocar o material na estufa, o jornal deve ser trocado (facilitando a secagem), para obtenção de uma boa amostra.
Herborização: seguindo a metodologia convencional, as espécies devem encontrar-se em estádio de floração e/ou frutificação, e as informações são registradas em ficha, conforme a Figura 2. No caso de pequenas ervas, essas devem ser coletadas com a raiz, com auxílio de tesoura de poda e outras ferramentas apropriadas. Deverão ser coletadas pelo menos cinco amostras, sendo uma para o herbário para o qual a amostra esta sendo coletada, uma para o especialista do grupo, outra para um dos grandes herbários nacionais e as restantes utilizadas no intercâmbio científico de material botânico que ocorre entre os herbários nacionais e estrangeiros.
No caso de material raro, novas ocorrências, prováveis espécies novas etc., a decisão é do especialista – e não será garantida a incorporação no Herbário.
Unidade amostral: uma parcela de 50 metros.
Anotações de campo: ainda no campo, serão anotados (sempre que possível) em uma caderneta de campo padronizada (Figura 2), os seguintes dados de cada planta: local de coleta, coordenadas geográficas, coletor e número de coleta, data da coleta, hábito da planta (erva), forma biológica (anfíbia, emergente etc.), altura/tamanho da planta, cor da flor e fruto, e uso. Em todas as amostras de uma mesma planta, coletada em um mesmo local, serão anotados a lápis, nas folhas de jornal, o nome e número do coletor.
Figura 1. Principais Formas Biológicas: a) anfíbias; b) emergentes; c) fixas flutuantes; d) livres flutuantes; e) fixas submersas; f) livres submersas g) epífita (Irgang, B. E. et al., 1994).
Figura 2 – Exemplo de ficha de herbário.
Procedimentos quantitativos
As macrófitas aquáticas herbáceas serão amostradas através do método das parcelas segundo Mueller-Dombois e Ellenberg (1974).
Nas margens dos rios e igarapés, escolhe-se uma área representativa da vegetação. Nestas, estabelece-se uma linha de base de 50m, na qual se determina 4 pontos, novamente levando em conta a melhor representatividade do ambiente. Em cada ponto perpendicular à linha de base, estica-se uma trena de 20m ou até o limite da zona inundável. Ao longo desta trena, lançam-se parcelas de 1m2, iniciando do lado esquerdo do ponto e, após este, a cada 1m ao longo dos lados direito e esquerdo da trena (Figura 3).
Em cada quadrado será anotado o nome de cada espécie, a cobertura percentual dos indivíduos e a porcentagem de área sem vegetação (desnuda). A cobertura é obtida através de estimativa.
Serão efetuados dois inventários fitossociológicos: um no período de maior intensidade pluviométrica (janeiro a junho) e outro em período de menor intensidade pluviométrica (julho a dezembro). A linha de base será lançada no mesmo local em todos os inventários fitossociológicos.
A identificação de espécies presentes e o percentual de cobertura de cada espécie permitiram calcular os parâmetros fitossociológicos de Frequência Absoluta (FA), Frequência Relativa (FR), Dominância Absoluta (DoA), Dominância Relativa (DoR), através das seguintes formulas (MUELLER-DOMBOIS; ELLENBERG, 1974):
Nº quadrados da espécie i FA da espécie i
FA= ------------------------------- FR= -------------------------- X 100
Nº total de quadrados Frequência total da espécie
Percentual de cobertura da espécie i Dominância absoluta da espécie i
(DoA) = ---------------------------------- DoR= -------------------------------- X 100
Área total amostrada Dominância total das espécies
Para efeito de ordenação das espécies, poderia ser utilizado o Índice de Cobertura (IC), segundo Mantovani (1987):
IC = FA + DoA
Curva Espécie por área amostrada.
Figura 3 - Desenho esquemático da disposição das parcelas para macrófitas aquáticas herbáceas das áreas inundáveis e inundadas do PPBio.
Levantamento florístico:
Além das amostras quantitativas obtidas com o método das parcelas, será conduzido um levantamento florístico simultâneo, que consistirá na coleta de todas as espécies férteis encontradas na área de trabalho, além daquelas que ocorreram dentro das parcelas.
Técnicas 2. Ervas terrestres, epífitas e hemiepífitas
Para as ervas terrestres, epífitas e hemiepífitas, a largura amostrada é de 2 m, o que resulta em uma área amostrada de 0.05 ha (250 x 2 m) por parcela. A parcela deve, então, ser estabelecida de um dos lados da linha central, depois da área tampão de 1m, que é deixada ao lado da linha central para circulação dos pesquisadores. Para que esta parcela seja permanente, é importante assegurar que não haverá pisoteio dos pesquisadores passando pela área, para medir as árvores ou outras espécies. Portanto, o ideal é esticar uma linha demarcando esta área de ambos os lados. Esta linha deve ser esticada próxima ao chão (± 30 cm), unindo piquetes auxiliares que seguem as marcações de 10 m da linha central. Os piquetes a cada 10m delimitam as subparcelas. Os pesquisadores de outros grupos devem ser avisados para não caminharem dentro desta faixa.
Para as espécies de epífitas e hemiepífitas, será contado o número de troncos onde a espécie ocorreu, até 8m de altura. Da mesma forma que para as espécies terrestres, anotar em que subparcela de 10m cada ‘indivíduo’ ocorreu. Se as árvores já estão marcadas na parcela, anotar o número do indivíduo arbóreo sobre o qual cada epífita/hemiepífita foi encontrada. Isto permite que sejam feitas análises de preferência de hospedeiro, quando as árvores são identificadas. Dentro de cada subparcela, todos os indivíduos herbáceos são contados e, para algumas análises, são também medidos.
A delimitação de indivíduos é muitas vezes difícil, já que várias espécies são clonais. Para as espécies clonais, é contado o número de caules ou rosetas (‘ramets’), não importando se são indivíduos geneticamente diferentes, ou não existem espécies para as quais se pode distinguir os indivíduos quando ocorrem em baixa densidade, mas não quando ocorrem agregados. Portanto, a determinação do hábito deve cobrir todo o gradiente a ser amostrado. Marcação permanente dos indivíduos, para acompanhamento de mortalidade, recrutamento e crescimento também pode ser feita, desde que este esforço a mais não comprometa a realização completa (todas as parcelas) do inventário básico. A marcação dos indivíduos pode ser feita com placas de alumínio leves e arame encapado (fio de telefone) ou com estacas de madeira (tipo palito de churrasco) ou metal espetadas ao lado da planta, com a placa numerada amarrada nesta estaca. As estacas de madeira são temporárias (durabilidade de mais ou menos 1 ano) e só devem ser empregadas se o tempo entre recensos for pequeno.
Medidas de cobertura: as medidas de cobertura são feitas pelo método da parcela pontual, somente para as ervas terrestres. Para estas medidas, uma trena é esticada ao longo da linha lateral da parcela, e a cada 10 cm, uma varinha de metal bem fina (p.ex. uma vara de solda de 2mm de diâmetro) é posicionada verticalmente, tocando a trena. Se alguma parte de uma planta herbácea tocar a varinha, a espécie é contada para este ponto. As medidas são repetidas de 10 em 10 cm, ao longo de todos os 250 m da parcela, o que resulta em uma intensidade amostral de 2.500 pontos por parcela.
Estes valores são usados para calcular a cobertura de cada espécie por parcela (número de pontos nos quais a espécie tocou a varinha/ 2500). Importante é atentar para dois detalhes: 1) mais de uma espécie pode tocar a vara no mesmo ponto, e todas são contadas; 2) a mesma espécie pode tocar a vara mais de uma vez no mesmo ponto, em alturas diferentes – neste caso, a altura em que cada toque ocorreu pode ser anotado, para o cálculo de cobertura em diferentes estratos (alturas), mas somente um toque é usado para o cálculo da cobertura da espécie. Se nenhuma planta tocar a varinha, a cobertura deste ponto é zero. Como a linha lateral interna da parcela é a mais exposta aos possíveis efeitos de pisoteio, é melhor que as medidas sejam feitas na linha lateral mais distante da linha central, para que seja possível repetir estas medidas no futuro e detectar tendências de mudanças na cobertura.
As medidas de cobertura são, em geral, mais objetivas que as contagens de indivíduos (pelo problema das espécies clonais) e deveriam ser feitas sempre, mesmo que também se vá fazer a contagem dos indivíduos. Isto garante uma medida que pode ser comparada entre áreas, independente dos critérios usados para a definição dos indivíduos. Para que as medidas de cobertura sejam as mais objetivas possível, é necessário posicionar a varinha bem vertical, e não mexê-las depois disso, mesmo que haja uma planta muito próxima. Existe uma tendência forte dos iniciantes de tentar encostar a varinha em alguma planta. Por isso, deve-se treinar antes de começar a fazer as medidas de verdade.
Técnicas de coleta 3. Pteridófitas
Material completo de espécimes não muito grandes é fácil coletar, bastando preparar toda a planta, o que para material de Herbário significa, nos casos de espécies com caule rastejante, um pedaço do mesmo, com duas folhas contíguas, das quais pelo menos uma deve ser fértil. No caso de planta de caule ereto, este pode ser cortado ao meio, longitudinalmente, cuidando-se para haver em cada pedaço folhas férteis. Deve-se preparar uma folha estéril separadamente, o que é especialmente importante nos casos de dimorfismo. Para as samambaias arborescentes e outras pteridófitas grandes, não é possível conservar os exemplares completos. Nestes casos, é importante proceder da seguinte forma, herborizando: a) Um pedaço de 35cm do pecíolo da folha fértil retirada de bem junto ao tronco. Isto é importante para ter-se a forma da porção basal que muitas vezes é sigmoide, outras vezes não. Esta porção basal pode ser partida ao meio, longitudinalmente, fazendo-se, com isso, dois exemplares. Muito importante é conservar as escamas ou tricomas existentes na base do pecíolo. b) A parte inferior (35 a 40cm) da lâmina, mostrando o tamanho e a posição das pinas basais, que não devem ser dobradas no ponto de inserção, alterando a sua posição normal. Se forem muito grandes, devem ser dobradas na ponta ou no meio. c) A parte média da folha na altura das pinas maiores. Retira-se um pedaço da raque, deixando uma só pina completa e dois ou três bases das pinas, tanto do lado da pina conservada, como do lado oposto, o que permitira ver a posição relativa na sua inserção (se opostas ou alternas) e a distância entre si. d) A parte apical da folha, para mostrar se a pina apical é semelhante às pinas laterais ou diferentes. e) A parte apical do meio de uma pina do meio de uma folha estéril (com uma porção da raque).
Mesmo a planta estando estéril, é recomendada a coleta, pois muitas vezes a identificação é possível até mesmo no nível de espécie. A coleta desse exemplar estéril também é importante para contribuir com o conhecimento da distribuição geográfica da família ou do gênero que esse exemplar pertence. Lembrar que não se dever coletar um único espécime, porém, sempre que possível, com um bom número de duplicatas. Contudo, considerando que o resto da vegetação nativa se encontra tão raramente (em determinadas regiões do Brasil), deve-se evitar a erradicação de uma espécie de seu habitat, pela remoção de quantidade de excessiva de material (MORI et al., 1989; WINDISCH, 1992).
Unidade amostral para pteridófitas: parcela de 5x250m.
Desenho amostral para pteridófitas: a largura amostrada é de 5m, o que resulta em uma área amostrada de 0.125ha (250 x 5 m) por parcela. A parcela para as pteridófitas deve então ser estabelecida de um dos lados da linha central (Figura 7). O ideal é esticar uma linha reta demarcando esta área de ambos os lados. Esta linha deve ser esticada ± 1m do chão, unindo piquetes auxiliares que seguem as marcações de 10m da linha central. As espécies de pteridófitas serão coletadas (pelo menos uma amostra por parcela) nas 30 parcelas de 5x250m, e contados seus respectivos indivíduos. As epífitas e hemiepífitas serão amostradas no sub-bosque até uma altura de 3-4m do solo, sem auxílio de equipamento de escalada. Será anotado o habitat de cada espécie (terrestre, epífita, hemiepífita, rupícola ou aquática).
Dados ambientais importantes para as pteridófitas: altitude, inclinação, solo (textura, fertilidade e potencial hídrico), estrutura arbórea, habitat (terrestre, rupícola, epífita, hemiepífita e aquática), ambiente de ocorrência (interior da mata, margem da mata, margem das trilhas, barrancos, terra firme, margens de igarapés, margem, cabeceira ou interior de igapós).
A forma de preservação do material coletado para plantas superiores: as amostras serão secadas em estufa a gás ou elétrica, no campo (preferencialmente) ou no laboratório. Caso venham para o laboratório, deverão ser embebidas em álcool a 70%, assegurando-lhes, assim, maior durabilidade, evitando a perda de folhas e partes reprodutivas. As inflorescências e infrutescências de Araceae deverão ser embebidas em glicerol (50% glicerina, 50% água destilada). Feito isso, após a secagem, os demais procedimentos serão feitos em laboratório (identificação, montagem, registro e incorporação da amostra). Ao contrário de alguns grupos vegetais que requerem prensagem imediata do material – ou a fixação de determinados órgãos em líquido preservativo, as pteridófitas constituem um material fácil de ser coletado. As exsicatas resistem por algumas horas (dias, se necessário) em sacos plásticos fechados, sem buracos, mantidos à sombra, com alguns respingos de água e com ar no seu interior, mantendo o material úmido. Os exemplares coletados serão depositados nas coleções do INPA, do MPEG e de outras coleções fiéis depositárias da Amazônia.
Referências
BAATTRUP-PEDERSEN, A.; SZOSZKIEWICZ2, K.; NIJBOER, R.; O’HARE, M.; FERREIRA, T. Macrophyte communities in unimpacted European streams: variability in assemblage patterns, abundance and diversity. Hydrobiologia, 2006, v. 566, p.79-196, 2006.
COSTA NETO, S. V. As formações herbáceas da restinga do Crispim, Marapanim - Pará. 1999. 120f. Dissertação (Mestrado) – Faculdade de Ciências Agrárias do Pará, Belém, 1999.
COSTA NETO, S. V. et al. Fitossociologia das Formações Herbáceas da Restinga do Crispim, Marapanim-PA. Bol. Mus. Para. Emílio Goeldi, sér. Bot., v. 17, n. 1, p. 161-186,. 2001.
COSTA NETO, S. V.; BASTOS, M. N. C.; LOBATO, L. C. B. Composição florística e fitofisionomia da restinga do Crispim, município de Marapanim, PA. Bol. Mus. Para. Emílio Goeldi, sér. Bot., v. 12, n. 2, p. 237-249, 1996.
IRGANG, B. E.; PEDRALLI, G.; WAECHETER, J. L. Macrófitos aquáticos da estação ecológica do Taim. Roessléria, v. 6, n.1, p. 395-404, 1994.
LINS, A. L. F. A.; TOSTES, L. C. L.; VILHENA-POTIGUARA, R. C.; LOBATO, L. C. Macrófitas Aquáticas de Caxiuanã. ln: Lisboa, P. L. (Org.). Caxiunã: Pesquisa & Desenvolvimento Sustentável. Belém: Museu Goeldi, 2002. 322p.
LINS, A.L.F.A.; VILHENA POTIGUARA, R. C. de; ROSA, N. A.; RIBEIRO, I. C. Macrófitas aquáticas de uma área de Barcarena, Pará, Brasil. Bol. Mus. Para. Emílio Goeldi., sér. Bot., v. 5, n. 2, p. 135-144, 1989.
MORI, S. A. et al. Manual de manejo do herbário fanerogâmico. Ilhéus: Centro de Pesquisa de Cacau, 1989. 104p.
MUELLER-DOMBOIS; ELLENBERG, H. Aims and methods of vegetation ecology. New York: J. Wileey, 1974. 574p.
SIOLI, H.; KLINGER, H. 1962. Solos, tipos de vegetação e água na Amazônia. Bol. Mus. Para. Emílio Goeldi., Nova ser. Avulsa
WINDISCH, P.G. Pteridófitas da região norte-ocidental do estado de São Paulo. Guia de excursões. 2. ed. São José do Rio Preto: Editora UNESP, 1992.110 p.
