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EnglishCoordenador:
Dr. Leandro Valle Ferreira (MPEG) • E-mail: lvferreira@museu-goeldi.br
Pesquisadores responsáveis:
Leste do Pará - Dr. Leandro V. Ferreira (MPEG)
Oeste do Pará - M.Sc. Chieno Suemtsu (UFOPA)
Amapá - Dra. Rosângela S. F. R. Sarquis (IEPA)
Maranhão - Dra. Francisca Muniz (UEMA)
Mato Grosso - Dra. Célia Regina Araújo Soares (UNEMAT/AF)
Grupos de interesse e diversidade de espécies estimadas por grade:
Annonaceae(60), Euphorbiaceae (50), Leguminosae (200), Rutaceae (10), Sterculiaceae (8), Moraceae (45) e Arecaceae (30).
Justificativa
Este protocolo pretende amostrar a estrutura e a diversidade florística da vegetação dentro da grade de 25 km² que compõe o universo amostral determinado para o Programa de Biodiversidade (PPBio). Dentro deste escopo, foram demarcados 30 (trinta) hectares, com perímetro de 40m x 250m, nos quais serão feitas medidas de variáveis da estrutura e inventariadas as plantas, para o cálculo de índices de diversidade, riqueza e fitossociologia da vegetação florestal.
A estrutura da vegetação florestal é multidimensional e estratificada em diversas camadas, que permitem aos animais, e até outras plantas, alojarem-se, possibilitando, de certa forma, a exclusão territorial, ocupando nichos e espaços nos quais podem explorar os recursos disponíveis. Aves, mamíferos (voadores e não voadores), insetos não sociais e sociais (abelhas, cupins, vespas e formigas), anfíbios e répteis utilizam essa estrutura ou parte dela para ninhos, poleiros, alimentação, polinização e até reprodução.
O monitoramento da estrutura de florestas tropicais, realizado em parcelas florestais permanentes (PFPs), como aquelas previstas neste protocolo, constitui instrumental importante para se medir os prováveis efeitos da emissão de gases do efeito estufa (GEEs) no aquecimento da atmosfera, especialmente do CO2 liberado em grandes quantidades pela queima e corte da biomassa vegetal, que ocorre devido ao desmatamento acelerado que se verifica hoje na região.
Quanto à diversidade, serão calculados índices que medem e estimam a diversidade e a riqueza de espécies no nível local (dentro das parcelas e entre as parcelas), podendo-se comparar esses indicadores entre sítios. Serão ainda utilizados modelos de predição do número de espécies, a partir dos dados de riqueza e abundância registradas nas parcelas.
A caracterização e descrição detalhadas desta estrutura permitirão o planejamento e o delineamento das estratégias de amostragens dos diversos grupos zoológicos, melhorando o entendimento de como os animais usam os espaços vitais para a manutenção de suas populações.
O objetivo principal deste protocolo é a caracterização da estrutura e da diversidade florística da vegetação, nas 30 parcelas de 1 hectare da grade do PPBIO, com a geração de banco de dados baseado nessas informações. Alguns parâmetros, como índice de área foliar da vegetação e mapeamento das clareiras naturais, bem como o mapeamento das plantas dentro das parcelas, também serão realizados no decorrer da pesquisa. Isto permitirá a comparação entre as parcelas e entre os sítios da rede PPBio.
Papel biológico do grupo: as árvores determinam a arquitetura e condições micloclimáticas da floresta. Todas as famílias a serem estudadas exercem um papel básico na cadeia alimentar, como fornecedoras de flores, frutos e néctar para os animais que participam do processo de polinização e dispersão nas florestas. Também servem de suporte para plantas de hábito epifítico (como orquídeas, bromélias e aráceas), lianescente (cipós), parasítico, bem como servem de habitats para organismos como fungos, briófitas (musgos e hepáticas), liquens e insetos (cupins, formigas, abelhas, besouros, lagartas etc.). No caso das Leguminosae, trata-se da segunda família mais importante na fitofisionomia da floresta amazônica, sendo que algumas de suas espécies desempenham um papel fundamental como fixadoras de nitrogênio. Annonaceae e Euphorbiaceae destacam-se pela produção de substâncias biologicamente ativas, ou seja, antimicrobianas, restringentes ao ataque de predadores, alergênicas, bem como aromáticas, adstringentes e laticíferas.
Importância econômica: as três famílias têm importância medicinal (produção de compostos químicos), madeireira, melífera, laticífera (Euphorbiaceae), como produtoras de fibras (envira, no caso de Annonaceae) e frutos. Todas são amplamente utilizadas pelas populações tradicionais. Arecaceae é uma das famílias com maior importância econômica para as populações tradicionais, sendo fonte de fibras e madeira para construção e artesanato, frutos comestíveis e para a extração de óleo.
Metodologia
Parcelas de amostragem
As parcelas terão comprimento de 250m, e largura variando de acordo com os grupos de plantas a serem amostrados, atingindo um máximo de 40m, sendo 20 m para cada lado do eixo central (Quadro 1). As parcelas serão dispostas em linha reta. A marcação inicial da parcela será feita com uma linha central esticada, para unir piquetes de PVC fixos no solo, a cada 10m. Depois, as linhas laterais serão marcadas de acordo com a largura necessária para a amostragem de cada grupo. A parcela será alocada dentro da grade de 25 km2 (5 x 5 km, espaçadas em 1 km cada uma). Para cada lado da linha central será deixada uma faixa de 1m de largura, para o trânsito dos pesquisadores, ficando as faixas de amostragem estabelecidas depois desta faixa de trânsito.
Registros e medidas de campo (variáveis)
Registro das espécies – florística
Serão registradas e documentadas (em exsicatas e fotos) todas as plantas amostradas dentro das parcelas. Serão coletados pelo menos 4 (quatro) exemplares de cada planta coletada, com auxílio de tesoura de poda e/ou podão. As amostras serão colocadas em folha de jornal (84cm comprimento x 50cm largura) individualmente, acompanhadas externamente de uma folha de papelão em cima, e outra no verso, mais uma lâmina de corrugado (alumínio), também na frente e verso, e assim sucessivamente. Em seguida, as amostras serão empilhadas e prensadas em prancha de madeira, amarradas com barbante grosso. No campo, será feita a identificação no nível de famílias e gêneros botânicos (100 %). Parte desse material (60 %) já vem identificada no nível de espécie, para fins de confirmação pelos especialistas.
Forma de preservação do material coletado: as amostras serão secadas em estufa a gás ou elétrica, no campo (preferencialmente) ou no laboratório. Caso venham para o laboratório, deverão ser embebidas em álcool a 70%, assegurando-lhes, assim, maior durabilidade, evitando a perda de folhas e partes reprodutivas. Feito isso, após a secagem, os demais procedimentos serão feitos em laboratório (identificação, montagem, registro e incorporação da amostra). Todo o material será trazido para o Herbário do Núcleo Regional mais próximo do sítio de coleta, para herborização, triagem, checagem e melhoria do nível de identificação. As amostras serão registradas no SINBIO e o material fértil, no sistema BRAHMS. Duplicatas de material fértil deverão ser distribuídas aos herbários associados à rede PPBio e, quando for o caso, mandados a especialistas no Brasil e no exterior. Os exemplares coletados serão depositados nas coleções do INPA, do MPEG e de outras coleções fiéis depositárias da Amazônia.
Técnica 1. Coleta de indivíduos férteis
Os métodos de coleta para estudo dos grupos taxonômicos (Fanerógamos) a serem abordados durante o PPBio, serão aqueles convencionalmente utilizados em levantamentos florísticos (FIDALGO; BONONI, 1984). Este procedimento de coleta será executado por mateiros especificamente treinados, de forma contínua. Serão coletadas amostras férteis, ou seja, com flores e/ou frutos, respeitando-se as exceções, no caso da decisão do especialista (ex. material raro, novas ocorrências, prováveis espécies novas etc.), mas, neste caso, não será garantida a incorporação no Herbário. De cada planta fértil, serão coletadas no mínimo 5 e no máximo 10 ramos da planta (amostras), com auxílio de tesoura de poda e/ou podão. As amostras serão colocadas em folha de jornal (84cm comprimento x 50 cm largura) individualmente, acompanhadas externamente de uma folha de papelão em cima e outra no verso, mais uma lâmina de corrugado (alumínio), também na frente e verso, e assim sucessivamente. Em seguida, as amostras serão empilhadas e prensadas em prancha de madeira, amarradas com barbante grosso. Os dados a serem anotados no campo, simultaneamente à coleta de amostras, estão apresentados no protocolo 18 (Estrutura de Vegatação). Em todas as amostras de uma mesma planta, coletadas em um mesmo local, serão anotados a lápis, nas folhas de jornal, o nome e número do coletor.
Unidade amostral: cada indivíduo.
Desenho amostral: deverão ser coletadas amostras de todos os indivíduos férteis encontrados, dentro de cada parcela ou trilha. Em espécies com reprodução clonal, os caules são contados como indivíduos.
Forma de preservação do material coletado: as amostras serão secadas em estufa a gás ou elétrica, no campo (preferencialmente) ou no laboratório. Caso venham para o laboratório, deverão ser embebidas em álcool a 70%, assegurando-lhes, assim, maior durabilidade, evitando a perda de folhas e partes reprodutivas. Feito isso, após a secagem, os demais procedimentos serão feitos em laboratório (identificação, montagem, registro e incorporação da amostra). Os exemplares coletados serão depositados nas coleções do INPA, do MPEG e de outras coleções fiéis depositárias da Amazônia.
Dados ambientais importantes para o grupo: altitude, inclinação, solo (textura, fertilidade e potencial hídrico)
Diâmetro do tronco
O diâmetro será medido a 1.30m do solo (DAP), exceto para as plantas com diâmetro abaixo de 5cm, que será medido o diâmetro basal a 20cm do solo. Nas árvores com sapopemas grandes, o diâmetro deverá ser medido a cerca de 50cm acima do final da sapopema (ponto de medida, PDM). Na presença de irregularidades no tronco, o ponto de medida será deslocado para secções mais cilíndricas do caule.
Para as medidas de diâmetro, será utilizada uma fita métrica. graduada com décimos de centímetros ou uma fita diamétrica, ambas com precisão de ± 1mm. Nos indivíduos com diâmetro inferior a 5cm, ou circunferência abaixo 15,71cm, será utilizado um paquímetro, posicionando-o no sentido do maior diâmetro no momento da leitura.
Mapeamento e marcação das plantas
Todos os indivíduos com diâmetro dentro dos limites determinados acima, serão mapeados com coordenadas x e y, onde x é a distância ao longo do eixo da parcela, e o y é a distância da interseção até a planta. Esta medida precisará ser feita com a trena esticada, para manter-se horizontal. Isto é importante para que a inclusão dos indivíduos se refira às distâncias medidas no plano horizontal, como em um mapa.
As árvores serão medidas e marcadas de forma sequencial dentro da parcela, para facilitar futuras remedições. Para permitir um acompanhamento mais acurado do crescimento, as plantas receberão uma marcação com tinta (geralmente amarela ou laranja) no ponto onde é feita a medida do DAP.
Cada planta receberá uma etiqueta de alumínio, de tamanho padronizado (3 x 7 cm), cuja numeração terá três sequências. A primeira, refere-se ao hectare; a segunda, a subparcela; e a terceira; da planta. Por exemplo: 01-02-100. É a centésima árvore, localizada dentro da segunda subparcela do primeiro hectare. As etiquetas serão fixadas com laçada de fio plástico de pesca de 1,3 mm.
Mapeamento das clareiras naturais
Serão registradas e medidas as áreas de clareiras naturais, causadas pela queda de árvores ou parte destas, dentro de cada parcela.
Será também registrado o estágio da clareira: se recente (menos de dois anos, com regeneração média de até 2m), intermediária (entre dois e 5 anos, com regeneração média acima de 2m) e clareira antiga (mais de 5 anos, regeneração em fase de fechamento do dossel); o número de árvores envolvidas e os principais tipos de mortalidade (árvore morta em pé, desenraizada, quebrada na base, no meio do tronco, copa totalmente quebrada, copa parcialmente quebrada etc).
Parâmetros Estruturais e diversidade: calculados e estimados
Serão produzidos os seguintes parâmetros estruturais, a partir da medida de algumas variáveis:
Densidade Relativa (DR) e Absoluta (DA)
A densidade é comumente definida como sendo a proporção do número de indivíduos de uma comunidade por unidade de área, que, neste caso, denomina-se Densidade Relativa (DR). A densidade de indivíduos será calculada para cada parcela de 40m x 250m (1 hectare), considerando-se, ainda, as diferentes classes de tamanho de plantas e estratos. As Densidades Absolutas (DA) correspondem ao número total de indivíduos dentro das parcelas ou por classes de tamanho.
Serão calculadas ainda abundâncias por famílias e espécies botânicas, quando houver necessidade dessas informações.
Área basal
A área basal (AB) expressa a dominância de uma classe de tamanho – ou de uma espécie, numa comunidade. A área basal de uma comunidade vegetal é obtida pela proporção do solo ocupado e pela projeção perpendicular das secções transversais dos troncos das árvores. A área basal é obtida através da medição do DAP de todos os indivíduos presentes na parcela ou de uma determinada classe. O cálculo da A.B. será feito pela seguinte equação:
A.B. (m2) = Pi*(DAP2/4)*0,0001
Em que:
Pi = 3,14159
DAP = diâmetro a altura do peito, medido a 1,3m do chão.
0,0001 = transformação de cm2 para m2.
A AB de uma parcela é obtida pela somatória das áreas basais individuais de todas as plantas, dentro de determinada parcela ou classe de tamanho. Idem para a AB em nível de família ou de espécie.
Biomassa vegetal em pé acima do nível do chão (BAC)
A biomassa vegetal em pé, aérea ou acima do nível do chão (BAC), será calculada a partir de modelos de regressão desenvolvidos para florestas tropicais, inclusive a floresta amazônica. Eles estimam a biomassa a partir de dados de DAP. Os modelos a serem utilizados foram desenvolvidos por diversos autores, em diferentes locais da região (PHILLIPS, 1998; BAKEr et al., 2004, PHILLIPS, 2004).
A equação BAC1 foi obtida a partir de dados de 315 árvores, colhidas em 5 parcelas de 0,04ha (20 x 20m), como parte do projeto Bionte, perto de Manaus (CHAMBERS et al., 2001). A equação BAC2 é uma versão modificada, incorporando um fator de multiplicação simples para a variação na densidade da madeira entre espécies (BAKER et al., 2004).
A equação BAC3 foi derivada de um conjunto independente de diâmetros e os dados de biomassa de 378 árvores (CHAVE et al., 2001); e a equação BAC4 é a mesma relação, mas incluindo a densidade específica da madeira (BAKER et al., 2004). A equação BAC5 é baseada na mesma amostra que produziu as equações BAC1 e BAC2, porém, calcula a BAC com base em parcela e não em árvores, usando a relação entre área basal e a biomassa fresca acima do solo de árvores maiores que 5cm de diâmetro, para as 5 parcelas de 0,04ha (PHILLIPS et al., 1998).
Segundo Santos e Martins (2004), os índices de diversidade podem ser divididos em três grupos: medidas de riqueza (Tipo I), medidas de abundância (Tipo II) e medidas de diversidade ou heterogeneidade (Tipo III). No presente protocolo serão utilizados os índices Tipos II e III.
Abundância
Serão obtidos a partir dos dados coletados das comunidades vegetais, utilizando-se como variáveis o rol de espécies e as suas respectivas abundâncias, que são ordenadas por ordem decrescente para ordenar as espécies, a partir daquelas mais abundantes, até aquelas com menor abundância. Existem 3 métodos principais:
a) Modelo da vara quebrada (broken stick) ou modelo da proporcionalidade de espaço (McARTHUR, 1957), proporcionando bom ajuste aos dados coletados em comunidades constituídas por um pequeno número de espécies funcionalmente similares. Neste modelo, o número de espécies com n indivíduos pode ser estimado pela equação:
Onde:
S(n) = número de espécies na classe de abundância com n indivíduos
S = número total de espécies na comunidade
N = número total de indivíduos
Através da equação acima, pode ser calculado o número esperado de espécies em cada classe de abundância. Então, o número observado de espécies em cada classe de abundância pode ser comparado com o número esperado.
b) Modelo log-normal: desenvolvido por Preston (1948), é um dos mais frequentemente encontrados em comunidades constituídas por muitas espécies funcionalmente heterogêneas, cuja abundância é influenciada por muitos fatores independentes (MAY, 1975). Quando se transforma o número de indivíduos (abundância) de cada espécie em seu logaritmo, e se estabelecem classes de abundância, a distribuição do número de espécies nas classes de abundância descreve uma curva sinusoide, de Gauss, ou curva normal; daí o nome de modelo log-normal. Essa curva tem uma moda, que representa o número máximo de espécies, numa certa classe de abundância. Nas classes de menor abundância (à esquerda da classe modal), e nas de maior abundância (à direita da classe modal), o número de espécies diminui rapidamente.
c) Modelo de distribuição em logsérie: elaborado e deduzido por Fisher et al. (1943), seria esperada em uma comunidade relativamente simples, num ambiente relativamente restritivo, a que espécies bastante competitivas chegariam, em intervalos aleatórios de tempo, e ocupariam o hiperespaço dos nichos de um ambiente ainda não saturado, no qual predominam poucos fatores muito importantes.
Modelos de diversidade ou de heterogeneidade
Segundo Santos e Martins (2004), para que se possa usar um dos modelos de distribuição de abundância, para comparar diversidade entre comunidades, é necessário que a distribuição de abundância em todas as comunidades tenha aderência a um único modelo. O índice de heterogeneidade mais usado é o índice de Shannon (PIELOU, 1975, 1977), originado da teoria da informação (SHANNON; WEAVER, 1949), cujo uso como medida da diversidade foi proposto por Margalef (1957):
Onde:
ρe = abundância relativa da espécie
ne = número de indivíduos da espécie
N = número total de indivíduos
S = número total de espécies
O índice de diversidade de Shannon H’ seria muito influenciado pelo número de espécies com valores intermediários de Abundância Relativa (WHITTAKER, 1972), ou seja, apresenta certo desvio em direção à riqueza específica da comunidade (MAGURRAN, 1988). Assim, é interessante também conhecer o grau de concentração de abundância nas primeiras espécies.
A melhor medida da concentração de dominância é o índice de concentração de Simpson:
Tal índice é inversamente relacionado ao valor de H’: à medida que H’ aumenta, D diminui. Por isso, alguns autores usam transformar o índice de Simpson em 1-D ou 1/D, de modo que, em sua forma transformada, tenha uma relação direta com a variação de H’. Por outro lado, D tem também uma relação inversa com a equitabilidade: quanto maior a equitabilidade, menor a concentração e vice-versa. Estimar a equitabilidade é muito problemático (MAY, 1975), mas, apesar disso, um dos índices de equitabilidade mais usados, devido à simplicidade de cálculo, é o de Pielou (1966):
Referências:
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CARVALHO, J. O. P. de. Análise estrutural da regeneração natural em florestas tropical densa na região do Tapajós no Estado do Pará. 1982. 128f. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 1982.
CHAMBERS, J. Q.; DOS SANTOS, J.; RIBEIRO, R. J.; HIGUCHI, N. Tree damage, allometric relationships, and aboveground net primary production in a tropical forest. Forest Ecol. Mngmt., v.152, p. 73-84, 2001.
CHAVE, J.; RIERA, B.; DUBOIS, M.-A. Estimation of biomass in a neotropical forest of French Guiana: spatial and temporal variability. J. Trop. Ecol., v. 17, p. 79-96, 2001.
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HIGUCHI, N. et al. Biomassa da parte aérea da vegetação da floresta tropical umidade terra firme da Amazônia brasileira. Acta Amazônica, v. 28, n. 2, p. 153-166, 1998.
MACARTHUR, R.H. On the relative abundance of bird species. Proceedings of the National Academy of Science, v. 43,p. 293-295, 1957.
MAGURRAN, A.E. Ecological diversity and its measurements. Princeton: Princeton University Press, 1988.
MARGALEF, R. La teoría de la información en ecología. Memórias de la Real Academia de Ciencias y Artes de Barcelona, v. 32, p. 373-449, 1957.
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PHILLIPS, O.L.; BAKER, T.R.; ARROYO, L.; HIGUCHI, N.; KILLEEN, T.J.; LAURANCE, W.F.; LEWIS, S.L.; LLOYD, J.; MALHI, Y.; MONTEAGUDO, A.; NEILL, D.A., NÚÑEZ- VARGAS, P.; SILVA, J.N.; TERBORGH, J.; VÁSQUEZ- MARTÍNEZ, R.; ALEXIADES, M.; ALMEIDA, S. et al. Pattern and process in Amazon tree turnover, 1976-2001. Philosophical Transactions of the Royal Society of London, v. 359, p.381-407, 2004, Series B.
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