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EnglishCoordenadora:
Dra. Teresa Cristina Sauer de Ávila Pires (MPEG) • E-mail: avilapires@museu-goeldi.br
Pesquisadores responsáveis:
Leste do Pará - Dra. Teresa Cristina Sauer de Ávila-Pires (MPEG)
Amapá - M.Sc. Jucivaldo Dias Lima (IEPA)
Oeste do Pará - M.Sc. Hipócrates de Meneses Chalkidis (UFOPA)
Maranhão - Dra. Larissa Barreto (UFMA)
Mato Grosso - Dr. Marcos André de Carvalho (UFMT)
Grupos de interesse e diversidade de espécies estimada por grade:
Ordens Anura (sapos, rãs e pererecas), Caudata (salamandras), Gymnophiona (cobras-cegas), entre os anfíbios; e Squamata (anfisbenas, serpentes e lagartos), entre os répteis: 150 espécies.
Papel biológico e diversidade local dos grupos-alvo: os anfíbios estão presentes em praticamente todos os ambientes da Amazônia. A maioria apresenta um estágio larval aquático e um estágio adulto terrestre (arborícola, saxícola, subterrâneo e, em alguns casos, aquático). Esse ciclo de vida os torna muito vulneráveis a mudanças ambientais, tornando-os um grupo bioindicator (SEMLITSCH, 2003; YOUNG et al., 2004). São predadores de insetos e, em alguns casos, pequenos vertebrados, e servem como presa de muitos predadores, como aranhas, répteis, aves e mamíferos. São conhecidos para a Amazônia brasileira cerca de 240 espécies de anfíbios, distribuídos nas seguintes ordens e famílias: Ordem Anura (sapos, rãs e pererecas) com 224 espécies: famílias Allophrynidae, Bufonidae, Centrolenidae, Dendrobatidae, Hylidae, Leptodactylidae, Microhylidae, Pipidae, Pseudidae, Ranidae. Ordem Caudata (salamandras) com 2 espécies: família Bolitoglossidae. Ordem Gymnophiona (cobras-cegas) com 9 espécies: famílias Caeciliidae, Rhinatrematidae, Typhlonectidae (ÁVILA-PIRES et al., 2007)
Os Squamata (anfisbenas, serpentes e lagartos) também estão presentes em quase todos os ambientes amazônicos. Podem ser terrestres, fossoriais, aquáticos ou arborícolas – ou mesmo ocupar mais de um hábitat. Alimentam-se desde invertebrados, como minhocas, lesmas, insetos, aranhas e centopéias, até vertebrados (peixes, anfíbios, répteis, aves e mamíferos). No momento, são conhecidas para a Amazônia brasileira cerca de 260 espécies de Squamata, distribuídas entre as seguintes famílias: Typhlopidae, Anomalepididae, Leptotyphlopidae, Aniliidae, Boidae, Colubridae, Elapidae, Viperidae, Iguanidae, Gymnophthalmidae, Gekkonidae, Teiidae, Scincidae e Amphisbaenidae (ÁVILA-PIRES et al., 2007).
Técnica de coleta 1. Armadilhas de interceptação e queda (pitfall traps with drift-fence)
Amostragem padronizada, adequada à coleta de anuros, répteis, mamíferos e diversos invertebrados da serrapilheira. Fornece dados quantitativos que podem ser comparados entre diferentes áreas, quando o tamanho dos baldes, a distância entre eles e o desenho das armadilhas são iguais. Em cada ponto de amostragem serão usados quatro baldes de 60 litros, dispostos em forma de Y, sendo o balde central distando 10 m de cada um dos três baldes periféricos. Cada balde periférico estará conectado com o central por uma lona plástica, de 50 cm de altura, com a extremidade inferior enterrada no solo. As três lonas formam um ângulo aproximado de 120º entre si (JONES, 1981; GIBBONS; SEMLITSCH, 1981; CORN, 1994; RIBEIRO-JUNIOR et al., 2008).
Durante o período de amostragem, os baldes devem ser vistoriados diariamente, para coleta dos animais retidos. Entre os períodos de amostragem, os baldes devem permanecer fechados ou são colocados galhos nos baldes, de forma a permitir a saída de animais que venham a cair. Como dificilmente se consegue fechar bem os baldes após estarem enterrados, a segunda opção usualmente é mais eficiente.
Como a eficiência deste método não se restringe à herpetofauna, deve ser buscada associação com as equipes de diferentes protocolos, para se aproveitar ao máximo os animais aprisionados.
Unidade amostral: uma armadilha de interceptação e queda em formato de Y, composta de 4 baldes unidos por cercas-guia.
Técnica 2. Busca ativa visual de dia e à noite (Visual Encounter Surveys, CRUMP; SCOTT, 1994)
O método consiste em caminhar lentamente ao longo da grade de trilhas. A cada lado da trilha, uma área de 5 metros é amostrada até uma altura de 3 a 4 metros. São vistoriados a serrapilheira, troncos em decomposição, cavidades de troncos, a vegetação dentro de buracos no solo, e outros locais que podem servir de abrigo para a herpetofauna. Dos animais avistados ou ouvidos, mas não coletados, cuja identificação seja segura, registra-se hora e lugar.
Desenho amostral: deve-se tentar realizar pelo menos 100 horas de busca ativa por período.
Unidade amostral: uma hora de 1 observador.
Técnicas complementares:
Busca ativa auditiva a partir dos cantos de anuros (dia e noite), com ênfase na coleta próximo a, e dentro de corpos d’água (poças, lagos, igarapés etc.). As vocalizações dos anuros são gravadas quando possível. Embora não haja um desenho amostral específico para esta técnica, deve-se buscar distribuir o investimento entre os diferentes tipos de habitat encontrados dentro da grade.
Unidade amostral: um registro de vocalização.
Armadilhas de cola (rat glue traps): método que fornece dados complementares às armadilhas de interceptação e queda, visto que as armadilhas de cola registram principalmente lagartos arborícolas, animais estes capturados apenas eventualmente nos pitfalls (BAUER; SADLIER, 1992; RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2006). Estas armadilhas devem ser expostas distante 50m das armadilhas de interceptação e queda, fixadas em troncos caídos e em algumas árvores eretas na altura de 0,5 a 2m.
Unidade amostral: uma armadilha de cola.
Observações: tendo em vista a variação sazonal das atividades de anfíbios e répteis, idealmente, as coletas devem ser feitas em diversas estações do ano, com duração de 15-20 dias cada.
Variáveis ambientais: na área a ser amostrada poderão ser utilizadas as seguintes variáveis ambientais, se disponíveis: umidade do ar, temperatura (ar, solo e água), precipitação pluviométrica, tipo de solo e abertura do dossel.
Fixação e preservação do material: para todos os espécimes capturados são anotados a data, o local onde foi encontrado, o método de captura e o número da estação. No caso de coleta ativa, anota-se ainda o substrato onde o animal foi encontrado (incluindo altura, diâmetro, distância da água ou da borda de uma clareira, e outros dados pertinentes a cada caso) e a hora de coleta. Todas as espécies capturadas, quando possível, devem ser fotografadas. Os indivíduos coletados são sacrificados por dosagem letal de anestésico apropriado.
Antes da fixação, (1) retira-se uma amostra de tecido (músculo ou fígado), a ser preservada em Etanol P.A., para estudos moleculares (este procedimento visa maximizar o aproveitamento do material coletado); (2) procede-se a pesagem e medição de cada espécime (comprimento rostro-cloacal, dos membros e, quando for o caso, da cauda); e (3) quando pertinente, faz-se anotações sobre a coloração em vida do animal. Todos os dados são anotados em caderno de campo, vinculados ao exemplar por um número de campo.
Anfíbios e répteis são fixados em formol 4% (1 porção de formol 40% para nove porções de água) e preservados em álcool 70%. Os exemplares coletados devem ser depositados, como espécimes-testemunho, nas coleções científicas vinculadas ao PPBio.
Referências
ÁVILA-PIRES, T. C. S.; HOOGMOED, M. S.; VITT, L. J. Herpetofauna da Amazônia. In: Nascimento, L.; Oliveira, E. (Eds.). Herpetologia no Brasil II. Belo Horizonte: Sociedade Brasileira de Herpetologia, 2007. p. 13-43.
BAUER, A. M.; SADLIER, R. A. The use of mouse glue traps to capture lizards. Herpetological Review, v. 23, p. 112-113, 1992.
CORN, P. S. Straight line drift fences and pitfall traps. In: HEYER, W. R. M. et al. (Eds.). Measuring and monitoring biological diversity: standard methods for amphibians. Washington: Smithsonian Institution Press, 1994. p. 109-117.
CRUMP, M. A.; SCOTT JR., N. J. Visual Encounter Surveys. In: HEYER, W. R.; DONNELLY, M. A.; MCDIARMID, R. W. L.; HAYEK, C.; FOSTER, M. S. (Eds.). Measuring and monitoring biological diversity: standard methods for amphibians. Washington: Smithsonian Institution Press, 1994. p. 84-92.
GIBBONS, J.; SEMLITSCH, R. D. Terrestrial drift fences with pitfall traps: an effective technique for quantitative sampling of animal populatuions. Brimleyana, v. 7, p. 1-16, 1981.
JONES, K. B. Effects of grazing on lizard abundance and diversity in western Arizona. Southwestern Naturalist, v. 26, p. 107-115, 1981.
RIBEIRO-JR, M. A.; GARDNER, T. A.; ÁVILA-PIRES T. C. S. Evaluating the effectiveness of herpetological sampling techniques across a gradient of habitat change in a tropical forest landscape. Journal of Herpetology, v. 42, n.4, p. 733-749, 2008.
RIBEIRO-JR., M. A.; GARDNET, T. A.; AVILA-PIRES, T.C. The effectiveness of glue traps to sample lizards in a tropical rainforest. South American Journal of Herpetology, v. 1, n. 2, p. 131-137, 2006.
SEMLITSCH, R. (Ed.). Amphibian Conservation. Washington: Smithsonian Books, 2003. p. 1-324.
YOUNG, B. E.; STUART, S. N.; CHANSON, J. S.; COX, N. A.; BOUCHER, T. M. Disappearing Jewels: The Status of New World Amphibians. Arlington: NatureServe, 2004. p. 1-54.
